Текст книги "Заболевания репродуктивной системы у детей и подростков (андрологические аспекты)"

Во многих лабораториях мира, начиная с 1965 г., для выделения хламидий начали использовать метод культуры клеток. Наибольшая чувствительность метода по сравнению с другими, применяемыми на то время методами, была отмечена многими исследователями (Бескина С. Р. [и др.], 1979; Ripa K. T., 1982; Mardh P. A. [еt al.], 1990). На протяжении долгого времени культуральный метод был общепризнанным «золотым стандартом» (Skolnik N., 1995). III Европейское совещание по хламидиям пересмотрело этот вопрос, так как многие исследователи указывали на положительные результаты ИФА и РИФ при отрицательном результате культурального метода. Это может быть связано с присутствием в материале некультивируемых форм хламидий.

Сегодня в качестве «золотого стандарта» рекомендуется использовать сочетание культурального метода и методов генной диагностики, то есть подтверждать отрицательный результат культурального метода с помощью ПЦР или ЛЦР (Аковбян В. А., 1997). Для выделения хламидий чаще всего используют культуру клеток McCoy, культуру мышиных фибробластов L-929 или HeLa-229. Эффективность метода увеличилась при использовании обработки клеточных культур (L-929, McCoy, HeLa-229) циклогексимидом (Mardh P. A., Paavonen J. [et al.], 1990) и центрифугирования инокулята на монослой (Ozanne G., 1981). Метод выделения хламидий на культуре клеток высокочувствителен и специфичен. Однако были отмечены пределы чувствительности данного метода. Данный метод не позволяет установить диагноз примерно у 10 – 15 % мужчин с хламидийной инфекцией уретры и у 20 – 25 % женщин с хламидийными цервицитами (Ripa K. T., 1982). Главными достоинствами культурального метода диагностики являются высокая эффективность, специфичность, возможность определения чувствительности выделенной культуры к антимикробным препаратам. Его недостатками являются техническая сложность поддержания клеточных линий, трудоемкость и получение результатов на 3 – 7-е сутки. В связи с этим реализация этого метода в большинстве учреждений практического здравоохранения невозможна.

Значительные успехи в области молекулярной биологии привели к появлению методов, основанных на определении специфических для C. trachomatis последовательностей олигонуклеотидов ДНК или рибосомальной РНК. Первым был апробирован метод ДНК-гибридизации (Palva A. [et al.], 1987). ДНК-гибридизация in situ, использованная для исследования цервикальных и ректальных соскобов, была сходна по результатам с заражением клеточных культур (Naher H. [et al.], 1990). В последние годы тесты амплификации нуклеиновых кислот (ТАНК), к которым относятся полимеразная цепная реакция (ПЦР), лигазная цепная реакция (ЛЦР), методы SDA (single strand displacement) и TMA (transcripttmediated assay), доказали свое превосходство над более ранними тестами по степени чувствительности.

Наиболее часто для диагностики хламидиоза в нашей стране используется ПЦР. Разными авторами для постановки этой реакции были предложены разные праймеры. Наиболее известные из них: праймеры с нуклеотидными последовательностями, комплементарными гену, определяющему структуру большого белка внешней мембраны (OMP1), праймеры к гену 165 рибосомальной РНК и праймеры, комплементарные гену специфической криптической плазмиды хламидий. Наиболее эффективными для диагностики хламидиоза являются праймеры к криптической плазмиде (Roosendaal R. [et al.], 1993).

Главным достоинством методов генной диагностики является высокая чувствительность. Тестирование in vitro различных разведений штаммов C. trachomatis показывает, что амплификационные методы дают положительный результат при наличии от 1 до 10 микроорганизмов, культуральный метод – от 5 до 100, метод флюоресцирующих антител – от 10 до 500, ДНК гибридизации – от 500 до 10 тыс., методы определения АГ – от 5 до 100 тыс. (Black C. M., 1997). По результатам сравнительного исследования эффективности культурального метода и ПЦР среди мужчин хламидии были выявлены в уретре при отсутствии симптомов заболевания в 10,3 % культуральным методом и в 11,6 % – ПЦР. У мужчин с выраженными симптомами заболевания – в 13,7 % культуральным методом и в 18,5 % – методом ПЦР. Следовательно, чувствительность культурального теста у мужчин в уретре при невыраженных симптомах заболевания оказалась на 11 % меньше по сравнению с ПЦР; при выраженных симптомах – на 26 % меньше. Различия в показателях чувствительности указанных методов при взятии проб мочи существенно не отличались от уретральных соскобов (Van der Pol B. [et al.], 2000).

Оценке сравнительной чувствительности отдельных методов обнаружения хламидий в клиническом материале посвящено значительное число работ, в которых получены сходные результаты. Так, было проведено сравнительное исследование различных методов лабораторной диагностики урогенитального хламидиоза у женщин и мужчин с применением ПЦР с праймерами производства НПФ Литех (Россия), ПЦР с праймерами Life Technologies, ПИФ (Orion), а также культурального теста. Забор материала осуществляли у женщин из цервикального канала, у мужчин – из уретры. Анализ проведен по двум группам женщин и мужчин. Первую группу составили пациенты из 197 женщин и 50 мужчин с урогенитальным хламидиозом, установленным в медицинских учреждениях Санкт-Петербурга, обратившихся для подтверждения диагноза. Вторую – 200 женщин и 203 мужчин для проведения скринингового обследования (Шалепо К. В. [и др.], 2001). Чувствительность ПЦР по сравнению с другими тестами у женщин была максимальна в обеих группах, у мужчин – во второй группе. В первой группе чувствительность ПИФ была выше по сравнению с ПЦР. Возможно, данный показатель по ПЦР и ПИФ может варьироваться в зависимости от контингента и особенностей ин фекционного процесса (активность инфекции, влияние других факторов в мочеполовой системе, оказывающие влияние на работу тест-систем). Все рассматриваемые тесты имели высокую специфичность в обеих группах. Обращает внимание почти полное совпадение результатов по чувствительности и специфичности при использовании ПЦР (Crypt) и ПЦР (Pd1/Pd2).

При изучении частоты идентификации хламидий различными лабораторными тестами (ПЦР, ПИФ и КК) в различных клинических материалах у женщин и мужчин получены следующие данные. Чаще всего патоген обнаруживался у женщин при одновременном взятии материала из эндоцервикса и влагалища (в 91 % случаев из всех положительных результатов). Лишьв9%случаев положительные пробы были только в соскобе из уретры. У мужчин при сравнении соскоба из уретры и первой порции мочи патоген обнаруживался в соскобе из уретры примерно в 96 % от всех положительных случаев. Преимущественно положительный результат по моче сочетался с положительным уретральным тестом, и только у единичных пациентов хламидии идентифицировались только в моче. Причем у всех разновидностей клинического материала чувствительность и специфичность ПЦР-теста были высокими – около 100 % (Шалепо К. В. [и др.], 2002). При сравнении информативности ПЦР у мужчин при взятии различных биоматериалов не получено увеличение частоты выявляемости хламидий при исследовании эякулята (Рищук С. В., 2006). Возможно, это происходит из-за обильного содержания в нем липидов, которые не дают возможности провести выделение ДНК патогена даже с помощью современных диагностических тест-систем.

Результаты исследований многих авторов свидетельствуют о том, что в качестве альтернативы взятию соскобов из органов мочеполовой системы у женщин и мужчин достаточно успешно для лабораторного исследования на хламидиоз можно использовать первую порцию мочи (Quinn T. C. [et al.], 1996). Предпочтение в данном случае отдается молекулярно-генетическим тестам, хотя имеются указания о возможном влиянии присутствующих в моче ингибиторов на их результат (Toye B. [et al.], 1998).

В ряде работ специалистов есть указания на то, что у мужчин хламидии могут находиться в придатках яичек, семенных пузырьках и предстательной железе. Тестирование материалов только из уретры с помощью ПЦР является неполным, так как наблюдались случаи определения возбудителя только в эякуляте или секрете предстательной железы (Сельков С. А. [и др.], 2001). Исчерпывающий анализ возможностей различных методов – EIA (Chlamydiazyme), EIA (Microtrak), DNA probe (PACE 2), PCR (Amplicor), LCR (Abbott) – в различных биоматериалах также был проведен C. M. Black в 1997 г. (см. табл. 4.4).

Таблица 4.4

Характеристика методов выявления хламидий в различных биоматериалах* (Black C. M., 1997)

*Разброс значений зависит от вариации результатов разных авторов.

Амплификационные тесты оказались более чувствительными по сравнению с ДНК-зондовой гибридизацией и ИФА. Примерно одинаковой чувствительностью обладали амплификационные тесты при взятии материала из эндоцервикса, из мужской уретры, а также при исследовании мочи у женщин и мужчин. ИФА был более чувствительным при исследовании мочи у мужчин, на втором месте – при взятии материала из эндоцервикса. ДНК-зондовая гибридизация по чувствительности была примерно одинакова в случае эндоцервикальных соскобов и соскобов из уретры у мужчин. Все без исключения представленные лабораторные тесты обладали достаточно высокой специфичностью. Согласно Европейским стандартам диагностики и лечения, идеальный диагностический тест на выявление хламидий должен иметь чувствительность более 90%испецифичность выше 99 %. Чувствительность культурального теста при использовании материала из нижних половых путей варьирует в пределах 40 – 85 %, его преимуществами являются высокая специфичность и возможность применения в судебно-медицинской экспертизе. Однако проведение такого теста требует наличия опытного персонала и подходит лишь для небольшого количества образцов, полученных инвазивным способом из шейки матки и уретры. Уровень чувствительности ПИФ составляет 50 – 90 % и зависит от опыта персонала и количества ЭТ в пробе материала. Преимуществом является возможность исследования материала, полученного как инвазивным, так и неинвазивным способом (например, моча). Недостатком теста является то, что он не подходит для исследования большого количества образцов. Чувствительность ИФА колеблется в пределах 20 – 85 % и зависит от типа анализа. Преимуществами являются возможность тестирования большого количества образцов, быстрота, автоматизация и низкая стоимость. Недостаток – высокая специфичность имеет место только при подтверждении положительных результатов. Метод может применяться только для материала, полученного инвазивным способом. Чувствительность РНК-ДНК-гибридизации составляет 70 – 85 %. Преимуществами являются возможность тестирования большого количества образцов, быстрота, автоматизация и возможность одновременной диагностики сопутствующей гонококковой инфекции. Недостатком является использование данного метода только для образцов материала, полученных инвазивными методами. Чувствительность ТАНК составляет 70 – 95 %. Из преимуществ указаны высокая специфичность (97 – 99 %), возможность тестирования большого количества образцов и возможность использования как инвазивных, так и неинвазивных образцов (Stary A., 1999).

Следует отметить, что в последние годы для определения активности хламидийного процесса довольно успешно начали применять ПЦР в реальном времени (real-time PCR) (Bustin S. A., 2000; Zhang W. [et al.], 2002; Storm M. [et al.], 2005). Метод предназначен для качественного и количественного определения хламидий. В real-time ПЦР используется зонд SYBR Green 1, что делает метод относительно недорогим. Праймеры и дезоксинуклеозидфосфаты отделены от остальных компонентов ПЦР-смеси парафиновой перегородкой, что обеспечивает проведение ПЦР с горячим стартом. Оптический модуль осуществляет динамическое изменение флюоресценции, генерируемой флюорофорами. Увеличение флюоресценции за счет накопления продуктов амплификации отображается на дисплее прибора в конце каждого цикла. Автоматическая регистрация, математический анализ, интерпретация полученных результатов с возможностью определения количества копий ДНК повышают объективность оценки, обеспечивают воспроизводимость реакции. Исключается необходимость проведения пост-ПЦР этапов, таких как электрофорез или гибридизационный иммуноферментный анализ. Резко снижается риск контаминации, ускоряется получение результатов, что существенно при анализе большого числа материалов.

Несмотря на то что real-time PCR является количественным тестом, как и обычное (качественное) PCR, она имеет те же ограниченные возможности, связанные с местонахождением возбудителя при хронизации инфекции. Кроме того, не совсем понятен смысл в определении исходного количества ДНК-материала хламидий, если, во-первых, обсемененность хламидиями доступного биоматериала не отражает истинной картины обсемененности половых путей; во-вторых, отсутствует прогностическая клиническая значимость различных показателей копий ДНК в плане определения причинно-следственной связи между возбудителем и очагом инфекции. Очень важный момент, который ограничивает применение real-time PCR при половых инфекциях (в т. ч. при хламидийной), – отсутствие стандартизации при заборе материала из половых путей (особенно из мужской уретры).

Необходимо остановиться еще на одном очень важном аспекте диагностики хламидиоза – информативности определения патогена в зависимости от остроты инфекционного процесса и, соответственно, давности заражения. Авторами книги на клиническом материале впервые получены результаты, свидетельствующие о том, что частота обнаружения хламидий при острой органной патологии с помощью ПЦР у женщин и мужчин превысила аналогичный показатель при хронической инфекции в среднем в 59 и 13 раз соответственно. Специфические иммуноглобулины (IgG и IgA) к хламидиям в сыворотке крови определялись соответственно у женщин и мужчин примернов5и3раза чаще при хронической органной патологии (Рищук С. В., Костючек Д. Ф., 2005).

В настоящее время большое внимание уделяется серологическим методам диагностики хламидиоза, которые позволяют свести к минимуму число ложноотрицательных результатов. Это особенно актуально в случаях хронической персистирующей инфекции, когда отсутствует возбудитель в первичном очаге, а материал из внутренних половых органов недоступен для исследования (Анкирская А. С., 1999). Выявление персистирующих форм хламидий прямыми методами может быть затруднено из-за уменьшения экспрессии хламидийных МОМР и ЛПС у этих форм бактерий (Beatty W. L., Morrison R. P. [et al.], 1994).

Трудности культурального выделения хламидий из пораженных тканей, которые наблюдаются даже при выраженных клинических симптомах, могут соответствовать ситуации in vitro, когда хламидии персистируют в виде аномальных неинфекционных форм (Beatty W. L. [et al.], 1993). Отсутствие типичных включений в подобных случаях, при которых страдает идентификация ЛПС патогена с использованием МФА, по-видимому, принимается за отрицательный результат культуральной диагностики. Показано, что при реактивных артритах типичные включения, содержащие хламидии, обнаруживались только в 3 случаях, в то время как у 26 из 42 пациентов присутствовали мелкие цитоплазматические мелковакуолярные включения, характерные для непермиссивных условий размножения при персистенции возбудителя (Шубин С.В. [и др.], 1986). Мелковакуолярные включения морфологически идентичны включениям, наблюдаемым при персистенции хламидий in vitro (Орлова О. Е. [и др.], 1986; Beatty W. L. [et al.], 1993). Первичное заражение клеток культуры L 929 материалом от пациентов с длительным хроническим течением хламидиоза со скудной клинической симптоматикой или бессимптомным течением приводит к появлению мелковакуолярных включений. Обычно они располагаются на периферии клеток и в течение 48 ч не трансформируются в перинуклеарную зону. У большинства обследованных с наличием мелковакуолярных включений характерны изменения иммунного статуса при бессимптомном или малосимптомном течении заболевания (Гомберг М. А. [и др.], 1996).

Многие авторы предполагают, что для диагностики латентных форм хламидийной инфекции, а также клинических форм, при которых очаг инфекции локализован в местах, недоступных для взятия материала, перспективно применение серодиагностики. Это было доказано в первую очередь при обследовании женского контингента (Lucisano A. [et al.], 1992; Lopez X. [et al.], 1992; Lan J. [et al.], 1995). Причем независимые от местонахождения хламидий специфические серологические тесты IgG и IgA могут служить единственным маркером активной инфекции (Nakatani K. [et al.], 1990).

Имеются данные о негативации прямых лабораторных тестов при хронизации инфекции (Lucisano A. [et al.], 1992; Arena B. [et al.], 1993), причем при этом предполагается самопроизвольная элиминация возбудителя (Parcs K. S. [et al.], 1997; Morre S. A. [et al.], 2000). Однако при более продолжительном наблюдении у 35 % мужчин после так называемого «спонтанного излечения» через некоторое время появлялись симптомы заболевания, что послужило поводом предполагать не элиминацию патогена, а превращение инфекции в персистентную форму, особенно после проведенного неадекватного лечения (Morre S. A. [et al.], 2000; Raum E. [et al.], 2000). Имеются и другие наблюдения по исчезновению хламидий из первичных половых путей при отсутствии лечения, но без элиминации возбудителя (Chemesky M. [et al.], 1997; Joyner J. L. [et al.], 1999).

Наиболее часто для серодиагностики хламидийной инфекции используются различные модификации ИФА. Используются диагностические наборы фирм «Medac Diagnostica» (Германия), «Labsystems» (Финляндия), «Orgenics» (Франция – Израиль) и др. В зависимости от типа тест-системы возможно как определение суммарных антител, так и их дифференциация на классы: IgА, IgМ, IgG. При острой инфекции диагностическое значение имеет обнаружение хламидийных IgM или IgА либо установление конверсии IgG-антител при их нарастании в 2 – 4 раза и более.

Использование иммунологических методов не ограничивается поиском АТ в сыворотке крови. В нескольких обширных исследованиях сделаны попытки оценки определения местных АТ в эндоцервикальной слизи. Показано, что присутствие антител в цервикальном секрете является более реальным индикатором хламидийной инфекции, чем наличие сывороточных антител (Witkin S. S. [et al.], 1997).

K. Hayashi и Y. Kumamoto проанализировали результаты определения секреторных противохламидийных IgA в мужской и женской мочеполовой системе. Согласно данным исследователей, у женщин с цервицитами и у мужчин с уретритами определялась высокая частота сочетания секреторных IgA с обнаружением АГ C. trachomatis. Причем титры местных АТ были выше, чем титры IgA в сыворотке крови. У мужчин с хроническими простатитами частота встречаемости местных IgA была намного выше (26 %), чем частота обнаружения АГ хламидий. Это, вероятно, связано с труднодоступностью возбудителя. Антитела в секретах реагировали на МОМР и полипептиды внешней мембраны с молекулярной массой 60 кДа, что подтвердилось при использовании пробы immunoblotting.

Таким образом, определение секреторных IgA к хламидиям, по мнению авторов, было оправданным, особенно при отрицательном АГ-тесте и при подозрении на хламидиоз.

Значимость определения противохламидийных IgA доказывается многими авторами (Bjercke S. [et al.], 1992; Wolff H. [et al.], 1994; Corradi G. [et al.], 1995), хотя в некоторых работах значимость указанного лабораторного теста ставится под сомнение (Dieterle S. [et al.], 1995; Ludwig M. [et al.], 1996). Имеются данные о высокой частоте обнаружения секреторных IgA к хламидиям при хроническом простатите по сравнению с другими лабораторными показателями (Tsunekawa T. [et al.], 1991; Koroku M. [et al.], 1995). Высказывается предположение о том, что выработка секреторных Ig предшествует появлению сывороточных IgA и что последние – производные секреторных иммуноглобулинов (Tsunekawa T. [et al.], 1991). Специфические IgG намного реже по сравнению с IgA определялись в эякуляте, однако достаточно часто в сыворотке крови; по IgA наблюдается обратная тенденция. Имеются данные о том, что у 46 – 75 % мужчин с наличием противохламидийных АТ класса А в сперме указанная разновидность иммуноглобулинов в сыворотке не обнаруживалась (Witkin S. S. [et al.], 1995; Eggert-Kruse W. [et al.], 1996; Weidner W. [et al.], 1996).

Появление противохламидийных антител часто сочетается с антителами к сперматозоидам, что приводит к снижению подвижности последних и формированию бесплодия. Это связано с выработкой перекрестных аутоантител к Сhps60 и hps60 сперматозоидов (Witkin S. S. [et al.], 1995; Munoz M. G. [et al.], 1996). Однако имеются противоположные данные о том, что наличие секреторных IgA в эякуляте не приводит к нарушению спермограммы (Dieterle S. [et al.], 1995; Bollmann R. [et al.], 2001). Не доказана корреляция между наличием диагностических титров секреторных IgA к хламидиям и обнаружением самого возбудителя в половых путях у мужчин культуральным методом, ПЦР и ИФА (Ochsendorf F. R. [et al.], 1999; Gdoura R. [et al.], 2001). Необходимо отметить, что установлена связь между обнаружением секреторных IgA у мужчин и трубным бесплодием у половых партнеров (Eggert-Kruse W. [et al.], 1996), а также между их наличием у бессимптомных бесплодных мужчин с повышенным риском инфицирования женщин – их половых партнеров (Penna Videau S. [et al.], 2001).

Авторами данного руководства также доказана значимость определения секреторных IgA в эндоцервикальной слизи и эякуляте для подтверждения диагноза хронической хламидийной инфекции. Оказалось, что в группе женщин с подтверждением хламидиоза секреторными IgA в эндоцервикальной слизи достоверно в 3,3; 6,3; 2,7 раза чаще, чем в группе без IgA, а также в 7,6; 2,4; 3,2 раза чаще, чем в контрольной, определялся соответственно хронический сальпингоофорит, бактериальный вагиноз и бесплодие. У мужчин и подростков с наличием IgA в эякуляте соответственно в 3,6 и 3,0 раза чаще по сравнению с группой без IgA и контрольной, формировалась субфертильность (Рищук С. В. [и др.], 2004).

Таким образом, вопрос о целесообразности и возможности поиска IgA в эякуляте и эндоцервикальной слизи для подтверждения диагноза хламидийной инфекции не вызывает сомнения.

В табл. 4.5 представлены все варианты подтверждения диагноза хламидийной инфекции с использованием различных лабораторных тестов у мужчин и их половых партнеров.

Таблица 4.5

Критерии постановки диагноза при урогенитальной хламидийной инфекции

* При отсутствии других инфекционных агентов, способных сформировать аналогич- ный очаг.

*Возможно проведение одной ПЦР; при постановке первоочередного культурального теста требуется обязательное подтверждение отрицательного результата в ПЦР; НР – нарастание титра антител; «– / +» – большинство отрицательных тестов; «+ / –» – большинство положительных тестов.

Особые сложности возникают при диагностике персистирующей хламидийной инфекции. Из цитологических методов информативным является электронная микроскопия. Она позволяет визуализировать персистирующие формы хламидий. Недостатком метода является дороговизна и недоступность для проведения обследования широкого круга пациентов. Материалом может служить не только эпителий слизистых оболочек половых путей, доступных при физикальном обследовании, но и биопсийный материал из пораженных тканей (спайки, маточные трубы).

При проведении исследования необходимо ориентироваться (Братина Е. Е. [и др.], 1995; 1996; Гомберг М. А. [и др.], 1996) на наличие:

а) гигантских РТ с расширенным периплазматическим пространством;

б) деления протопласта РТ и отшнуровки мелких шаровидных форм в периплазматическом пространстве;

в) мелковакуолярных включений, лежащих на периферии клеток, медленно транспортирующихся в перинуклеарную зону;

г) огромного количества мембранных пузырьков неправильной формы внутри РТ.

Бактериоскопия имеет низкую специфичность (не более 30 %), поэтому данный метод в настоящее время представляет больше историческую, чем практическую ценность (Глазкова Л. К., 1998).

Методы прямой и непрямой иммунофлуоресценции не применимы для диагностики персистирующей инфекции, так как основаны на обнаружении светящихся комплексов антигена возбудителя (МОМР и ЛПС), находящихся на поверхности ЭТ хламидий, расположенных внеклеточно. При персистенции блокирована продукция МОМР и ЛПС (Битти В. Л. [и др.], 1995), а ЭТ выявляются лишь в 8,2 % случаев (Тот M. [et al.], 1995).

Метод культуры клеток также малоэффективный, так как в одном пассаже в культуре клеток хламидии при персистирующей инфекции, как правило, не выделяются вследствие неинфекционности и непродуктивности персистирующих включений (Koehler L. [et al], 1994; Брагина Е. Е. [и др.], 1996; 1998). Только при многократном перевивании в связи со снятием влияния факторов персистенции может наступить реверсия микроорганизмов с образованием типичных ЭТ и РТ.

Большую помощь в диагностике персистирующей хламидийной инфекции оказывают серологические методы, основанные на выявлении антител к Сhsp60 и определении их титра в сыворотке крови больного к Сhsp60. Ведущая роль при этом отводится ИФА, реакции непрямой гемагглютинации (РНГА), реакции непрямой иммунофлуоресценции (РНИФ).

Эффективной и недорогой может оказаться тест-система, основанная на выявлении Сhsp60 в выделениях из половых органов с помощью МКАТ, сорбированных на твердофазной основе. Сhsp60 может быть получен в инфицированной культуре клеток, инкубированных в условиях воздействия факторов, способствующих персистенции (табл. 4.1).

Молекулярно-биологическими методами часто можно обнаружить ДНК хламидий в фаллопиевых трубах (Тот M. [et al.], 1995), при этом достаточно часто при анализе мазков из уретры и цервикального канала результат теста отрицательный, что не должно уводить врача в сторону от диагноза персистирующей инфекции.

Методы молекулярной генетики дают возможность осуществлять комплексную оценку транскрипции маркеров всех стадий и дают подтверждение перехода бактерии в персистирующее состояние: определение гена euo – маркера стадии преобразования ЭТ в РТ; генов Ftsk, сигма-факторов 28 и 66, YgeD – маркеров деления клеток хламидий; генов 60srp, 15srp, crp, hstA, hstB – как генетических признаков зрелых инфекционных ЭТ. Однако эти методы ресурсоемкие и пока не применимы в лабораториях практического здравоохранения.

Для большей эффективности оценки персистирующей урогенитальной хламидийной инфекции следует одновременно использовать не менее двух методов диагностики.

Результаты исследования иммунного статуса являются косвенным подтверждением персистирующей хламидийной инфекции. Так, у больных с персистирующей инфекцией выявляются различные нарушения в иммунной системе. Достоверно чаще эти нарушения проявляются в следующих звеньях иммунитета:

1) в В-клеточном звене (снижение как относительного, так и абсолютного числа В-лимфоцитов);

2) в дисбалансе иммунорегуляторного индекса (в сторону повышения количества как Т-хелперов, так и Т-супрессоров);

3) в уменьшении количества естественных киллеров;

4) в гиперпродукции IgA₂ (основного иммунологического маркера персистирующей хламидийной инфекции) (Ward M. E., 1996; Mazzoli S. [et al.], 1995);

5) гиперпродукции IgG (показатель менее специфический, но более доступный в лабораторных условиях) (Ghaem-Maghami S. [et al.], 1996).

Таким образом, наиболее информативными лабораторными признаками персистирующей хламидийной инфекции являются:

1) высокий титр сывороточных антител к хламидийному белку Сhsp60;

2) уменьшение количества МОМР хламидий по данным прямой и непрямой иммунофлуоресценции;

3) выявление мелковакуолярных цитоплазматических включений (МЦПВ) хламидий в культуре клеток;

4) комплексная оценка транскрипции маркеров всех стадий (дает подтверждение перехода бактерии в персистирующее состояние: отсутствие гена euo – маркера стадии преобразования ЭТ в РТ; генов Ftsk, сигма-факторов 28 и 66, YgeD, контролирующих деление клеток хламидий; генов 60srp, 15srp, crp, hstA, hstB, отвечающих за появление зрелых инфекционных ЭТ.

Установление диагноза урогенитального хламидиоза у подростка с учетом результатов обследования полового партнера

Материалом для исследования в ПЦР служит соскоб из уретры, который дополняется секретом предстательной железы, взятым после массажа. Исходя из описания единичных случаев обнаружения ДНК-материала только в эякуляте, при отсутствии его определения в соскобе из уретры и секрете (Сельков С. А. [и др.], 2001) для данного вида исследования желательно параллельно взять эякулят. При получении положительного результата ПЦР (см. рис. 4.5) на любом из используемых биоматерилов у подростка и, соответственно, пары устанавливается диагноз хронической хламидийной инфекции и принимается решение о проведении комплексной терапии с учетом наличия хронических очагов у обоих партнеров (Рищук С. В., Бойцов А. Г. [и др.], 2002). При получении отрицательного результата ПЦР, что в два раза чаще имеет место у мужчин и подростков, чем у их половых партнеров (Рищук С. В., Костючек Д. Ф. [и др.], 2002), производится забор крови на серологическое исследование (IgG и IgA) с учетом доказанной высокой информативности при хронизации инфекции (Кубась В. Г. [и др.], 2002).

Обнаружение обоих серологических тестов предполагает установление диагноза ХУГХ у подростка с принятием решения о проведении терапии паре с учетом формы инфекции и выраженности клинических проявлений. При получении обоих отрицательных или отрицательного IgA-теста (даже при положительном IgG) производится исследование секреторных противохламидийных IgA в эякуляте. При получении диагностического титра (¹/₈ и выше) данного теста подростку и его половому партнеру устанавливается диагноз хламидийной инфекции и решается вопрос о проведении терапии. При отсутствии IgA в эякуляте для окончательного исключения инфекции у пары проводится обязательное обследование полового партнера с использованием того же алгоритма (рис. 4.5).

Рис. 4.5. Алгоритм обследования подростка и его полового партнера на наличие хронического урогенитального хламидиоза

При доказанной инфекции у женщины показано лечение обоих половых партнеров. При отсутствии подтверждающих лабораторных тестов констатируется отсутствие хламидиоза у пары.

Получение положительного результата ПЦР у женщины позволяет констатировать хронический урогенитальный хламидиоз, а с учетом данных об обязательном инфицировании ее полового партнера (при продолжительности регулярной половой жизни пары более трех месяцев без применения барьерных методов контрацепции) с большой долей вероятности можно предположить аналогичное заболевание у подростка и проводить лечение пары (Рищук С. В., Бойцов А. Г. [и др.], 2002).