Текст книги "Муковисцидоз: определение, диагностические критерии, терапия. Национальный консенсус"

3.10. Пренатальная диагностика МВ. Организация пренатальной диагностики МВ в России

Особого внимания заслуживает пренатальная диагностика (ПД) МВ в семьях высокого риска. Отличительной чертой молекулярной диагностики является ее универсальность. Это означает, что диагностика может проводиться на любой стадии онтогенеза, в том числе до рождения, и материалом для ДНК-анализа могут быть любые клетки и ткани плода.

Благодаря успехам медицины зародыш человека доступен для исследований, а значит, и для диагностики практически на любой стадии развития. Выбор инвазивного метода определяется сроком беременности, инструментальной и методической оснащенностью центра ПД, а также квалификацией акушера-оператора. Для забора плодного материала обычно используют один из трех основных методов. К таковым относятся трансабдоминальная аспирация ворсин хориона/плаценты, амниоцентез или кордоцентез. Образцы ДНК выделяют из биоптатов хориона (плаценты), клеток амниотической жидкости или лимфоцитов пуповинной крови плода. При необходимости для молекулярного анализа можно использовать соскоб клеток с цитологических препаратов, ранее использованных для кариотипирования зародыша. Принимая во внимание высокую точность методов молекулярной диагностики, их большую чувствительность, необходимо помнить, что ее эффективность в значительной мере предопределена соблюдением следующих основных правил:

1. Необходимость точного клинического диагноза у пробанда

Отсутствие точного клинического диагноза «МВ» у пробанда делает применение молекулярно-генетических методов при ПД некорректным (учитывая, что при невыявленных патологических мутациях у пробанда предполагается проводить косвенную пренатальную ДНК-диагностику по сцепленным ДНК-маркерам). К сожалению, несовершенство лабораторных методов, недостаточный опыт клиницистов и медицинских генетиков, консультирующих семьи высокого риска, нередко ведут к тому, что на инвазивную ПД направляются женщины, не относящиеся к группе высокого риска по этому заболеванию.

2. Своевременное обследование молекулярными методами больного и семьи высокого риска

Идентификация мутаций в гене CFTR в каждой семье – необходимое условие успешной ПД. Особенно важно, чтобы идентификация мутаций и молекулярное маркирование мутантных хромосом были проведены еще при жизни больного и ДНК-обследование каждой семьи высокого риска осуществлено до наступления следующей беременности. Своевременное направление семей или образцов крови семей высокого риска до наступления следующей беременности в центры ДНК-диагностики для идентификации мутаций и выяснения информативности семьи является одним из необходимых условий успешного проведения ПД.

3. Выбор оптимального срока ПД

Решающим преимуществом молекулярной диагностики является возможность использовать для анализа любые ДНК-содержащие клетки организма или ткани. Анализ может быть проведен на любой стадии онтогенеза, начиная со стадии зиготы. На сегодняшний день можно диагностировать МВ в доимплантационном периоде. Материалом для диагностики являются полярные тельца зиготы или отдельные бластомеры дробящейся яйцеклетки, полученные микрохирургическим путем от доимплантационных зародышей – продуктов экстракорпорального оплодотворения.

Исходя из интересов женщины, оптимальным периодом для ПД молекулярными методами считается I триместр (10-12-я неделя). Это, однако, требует детального ДНК-анализа семьи еще до наступления беременности. Нередко ДНК-диагностику проводят и во II триместре, особенно в частично информативных семьях, когда необходимо дополнить ДНК-диагностику соответствующими биохимическими исследованиями.

4. Получение не загрязненного материнскими тканями материала плода

В ПД молекулярными методами важно предотвратить контаминацию плодного образца материнскими клетками. Учитывая крайне высокую чувствительность метода ПЦР, избежать загрязнения образцов плодных тканей материнскими клетками можно только путем тщательного отбора ворсинок хориона или плаценты под бинокулярной лупой с последующим отмыванием физиологическим раствором. Особенно важно не допустить попадания материнской крови при заборе пуповинной крови плода путем кордоцентеза. Высокий уровень акушера-оператора и использование качественных реакций на выявление примеси материнской крови позволяют избежать этого осложнения [49].

5. Четкость рекомендаций после ПД

Исходом пренатальной ДНК-диагностики может быть подтверждение диагноза «МВ» у плода или его исключение (с максимальной вероятностью 99,9%). В последнем случае плод может быть гетерозиготным носителем или не иметь мутантного аллеля гена CFTR.

В любом случае женщина (семья) должна быть в максимально сжатые сроки осведомлена о результатах диагностики и, соответственно, о вероятности рождения больного гетерозиготного носителя или полностью здорового ребенка.

Окончательное решение о сохранении или прерывании беременности всегда остается прерогативой самой пациентки. При прерывании беременности настоятельно рекомендуется верификация диагноза молекулярными или другими доступными методами.

Нередко ПД молекулярными методами оказывается затруднена в семьях высокого риска, в которых больной МВ ребенок уже умер, а мутации гена CFTR не удалось идентифицировать. В таких семьях возможна ПД заболевания биохимическим методом.

Характерные изменения в спектре белков амниотической жидкости плодов с МВ выявляются в течение короткого периода (с 16-й по 20-ю неделю беременности) и являются результатом нарушения проходимости кишечника плода вследствие транзиторного или персистирующего илеуса.

Пренатальная диагностика муковисцидоза в России проводится в ФГБНУ «МГНЦ» (Москва), НИИ медицинской генетики Томского НИМЦ, НИИ акушерства и гинекологии им. Д.О. Отта СЗО РАМН (Санкт-Петербург) и в ООО «Центр молекулярной генетики» (Москва).

Алгоритм и точность молекулярной ПД, возможные источники ошибок

В ПД молекулярными методами важно учитывать два основных источника ошибок: 1) контаминацию плодного образца материнскими клетками (о которой сказано выше) и 2) возможность кроссинговера при использовании непрямого (косвенного) метода диагностики.

Опыт ПД МВ в России доказывает целесообразность применения как молекулярных, так и биохимических методов ПД.

Разработан оптимальный алгоритм ПД МВ в семьях высокого риска. Согласно данному алгоритму, в каждой семье проводятся молекулярные исследования для определения информативности, т.е. пригодности семьи для молекулярной диагностики.

На 1-м этапе отрабатываются варианты наиболее простой и надежной прямой молекулярной диагностики (идентификация мутаций). Достоверность молекулярной диагностики МВ прямым методом, т.е. путем идентификации мутаций в самом гене CFTR, очень высока и приближается к абсолютной. Несмотря на такую точность, учитывая все многообразие возможных изменений в геноме при созревании гамет (кроссинговер) и на начальных стадиях эмбриогенеза (мутагенный эффект), более оправданной является точность ответа около 99,9%.

На 2-м этапе (при наличии больного ребенка и отсутствии идентифицируемых мутаций) тестируются варианты косвенной диагностики (анализ внутригенных ДНК-маркеров: IVS1CA, IVS6aGATT, IVS8CA, IVS17bCA, IVS17bTA и сцепленных с геном CFTR ДНК-маркеров: XV-2c, KM19, CS7, J3.11, W30). Следует учитывать, что при использовании внегенных полиморфных сайтов вероятность ошибки диагностики будет прямо пропорциональна их расстоянию (и, соответственно, частоте кроссинговера) от гена CFTR. Точность непрямой диагностики достаточно высока, т.к. величина внутригенного кроссинговера, как правило, не превышает 0,1%, а частота кроссинговера между локусом гена CFTR и локусами используемых внегенных ДНК-маркеров – менее 1%. Принципиально важно проанализировать в семье высокого риска достаточное количество полиморфных сайтов для точного определения, с каким конкретным аллелем наследуется мутантный ген. Оптимальным является подбор двух-трех информативных для семьи ДНК-маркеров. При использовании вне-генных маркеров предпочтительно анализировать маркеры, фланкирующие локус гена. Точность ответа при косвенной диагностике варьируется от 99 до 99,9% в зависимости от использованного ДНК-маркера.

И, наконец, на 3-м этапе (если семья полностью неинформативна для ДНК-диагностики) проводится биохимическая диагностика по активности ферментов – двух пептидаз (гамма-глутамилтранспептидазы и аминопептидазы), а также кишечной формы щелочной фосфатазы в амниотической жидкости. В РФ применяется в Санкт-Петербурге.

Все вышесказанное позволяет утверждать, что проблема ПД МВ в России решена, разработана оптимальная стратегия проведения ПД с применением комплексного подхода и всего спектра молекулярных и биохимических методов, позволяющих провести диагностику на любой стадии внутриутробного развития [38, 49, 50]. Однако требуется информационная и разъяснительная работа с семьями больных для определения носителей мутаций и их своевременного обращения для проведения ПД.

3.11. Преимплантационная диагностика

Преимплантационная диагностика – новое направление медицинской генетики, возникшее в 90-х гг. XX века благодаря развитию вспомогательных репродуктивных технологий (экстракорпорального оплодотворения) и методов молекулярной цитогенетики и молекулярной генетики для анализа генома единичных клеток. Преимплантационная генетическая диагностика (ПГД), в том числе и МВ, может стать предпочтительным выбором при планировании семьи для пар, стремящихся избежать повторного рождения ребенка, пораженного наследственной патологией.

В настоящее время наиболее часто используемый подход для ПГД включает биопсию одного бластомера у трехдневного эмбриона, находящегося на стадии 6-10 клеток, полученного методом ИКСИ (интрацитоплазматическая инъекция сперматозоида). Бластомеры анализируют, и здоровые эмбрионы переносят в матку. Такой подход к диагностике снимает проблему медицинского прерывания беременности, возникающую при обнаружении поражения плода, выявленного при проведении ПД в I или II триместре беременности. Но процедура, проводимая на столь ранних сроках развития, может быть травматична для эмбриона, снижая его жизненный потенциал. Поэтому наблюдается тенденция к проведению биопсии трофэктодермы на стадии 5-6-дневной бластоцисты. Однако проведение биопсии бластоцисты – более сложная процедура, чем биопсия бластомера, и к настоящему времени немногие центры изменили свой протокол [51].

По данным Европейского совета по репродукции и эмбриологии человека (ESHRE), МВ – одно из наиболее частых показаний для проведения ПГД в мире, оно составляет почти 10% от всех показаний для моногенных заболеваний [51]. Наилучшие практические методические рекомендации для ПГД, включающие описание инфраструктуры, оборудования, материалов, молекулярных процедур, установлены и обновляются Консорциумом ESHRE [52]. В России ПГД сосредоточена в нескольких центрах вспомогательных репродуктивных технологий в Москве и Санкт-Петербурге [50].

Приложения

1. Критерии направления пациентов на молекулярно-генетическое тестирование:

• Новорожденные с положительным ИРТ и положительными или пограничными значениями потовой пробы, мекониевым илеусом.

• Люди с пограничными значениями потовой пробы (см. Раздел «Диагностика муковисцидоза». (Потовая проба»)).

• Пациенты с клиническими проявлениями классического или моносимптомного МВ.

• CFTR-связанные заболевания (панкреатит, бесплодие у мужчин).

• Родственники больных МВ (для определения статуса носительства по желанию).

• Мать больного МВ (до беременности или во время беременности при наличии больного в семье);

• Плод на 10-12-й неделе при подозрении на МВ (при наличии больного МВ сибса) или обнаружении гиперэхогенного кишечника при УЗ-обследовании).

• Доноры для программ ЭКО.

2. Стандарты проведения молекулярно-генетических исследований при муковисцидозе

Требования к лаборатории, проводящей анализы на мутации гена CFTR [2, 14]:

• Лаборатория должна быть способна к выполнению тестирования ДНК с использованием высушенных проб крови, цельной крови (с ЭДТА) и мазков буккального эпителия.

• Анализ проб должен проводиться не реже 1 раза в неделю во избежание значительной задержки обработки.

• Медицинское учреждение, где расположена лаборатория, должно иметь лицензию по специальности «клиническая лабораторная диагностика».

• В региональной лаборатории в качестве стартового исследования следует применять панель для анализа ограниченного числа мутаций в гене CFTR, с помощью которой возможно распознать не менее 1 аномального аллеля у более чем 90% пациентов с МВ в локальной популяции.

• Если распознана лишь одна мутация, расширенный анализ ДНК (секвенирование гена и другие методы) должен быть доступен в региональной лаборатории или других лицензированных лабораториях, имеющих опыт диагностики МВ.

• Клиническую значимость обнаруженных генетических вариантов следует устанавливать с учетом рекомендаций настоящего Консенсуса.

3. Список требований к диагностическим панелям и методам, с помощью которых проводится молекулярно-генетическое тестирование CFTR

В качестве стартового исследования следует применять панель для анализа ограниченного числа мутаций в гене CFTR, с помощью которой возможно распознать не менее одного аномального алле-ля у более чем 90% пациентов с МВ в локальной популяции [2, 16].

Десять наиболее частых мутаций у российских больных, по данным МВ-регистра 2014 года, составляют 71,08% от всех мутантных аллелей, что также обеспечивает идентификацию по крайней мере, одного мутантного аллеля не менее чем у 90% пациентов с МВ (91%) в общей российской выборке.

4. Бланк генетического заключения

Комитетом по контролю качества ESHG (The European Society of Human Genetics – Европейское общество генетики человека) Quality committee [53] разработаны рекомендации по оформлению заключений диагностических генетических тестов.

Для корректной интерпретации результатов рекомендовано в направление для генетического тестирования включать оптимальное количество клинической информации. Цель исследования должна быть четко определена (например, подтверждение диагноза, установленного другими методами, дифференциальная диагностика нескольких заболеваний, тестирование носительства, пренатальное тестирование). Этническая принадлежность/национальность индивида, родословная, составленная генетиком, и другая дополнительная информация может быть указана при необходимости. Рекомендовано на каждого неродственного пациента заполнять отдельное заключение в целях сохранения конфиденциальности. Однако в случае рецессивных заболеваний, когда для пары имеется риск рождения больного ребенка, необходимо, чтобы оба индивида были обследованы одновременно. Если члены одной семьи обследуются одновременно, вопрос о заполнении индивидуальных или общих заключений зависит от заболевания, цели обращения и т.д.

Рекомендовано, чтобы заключение генетического обследования включало следующие разделы:

1. Административный

• Название (например: Результат молекулярно-генетического исследования CFTR-гена)

• Название лаборатории, выполняющей исследование и заполняющей заключение, и контакты

• Дата заполнения заключения

(Следует указать номера и общее число страниц, если заключение состоит из нескольких страниц (например, 1/3))

• Ф.И.О. и полный адрес врача, направившего пациента на исследование.

2. Идентификация обследуемого индивида и образца

• Фамилия, имя, отчество (полностью)

• Дата рождения (полностью)

• Пол

• Исследуемый материал (ДНК, выделенная из…, кровь с ЭДТА, биоптат…, культивированные амниоциты, клетки ворсин хориона и т.д.)

• Состояние образца (заморожен, гемолизирован и т.д.)

3. Цели исследования

Изложение цели исследования должно включать по крайней мере три аспекта:

• наименование заболевания или маркеры, которые были протестированы (например, муковисцидоз)

• тип тестирования (например, подтверждение диагноза, определение статуса носительства, пренатальная диагностика и т.д.)

• причина назначения тестирования (например, семейная история муковисцидоза)

4. Спецификация генетического тестирования

• названия использованных методов исследования

• список протестированных мутаций, ДНК-маркеров, при секвенировании – исследованные регионы гена, референсная последовательность

• если использован коммерческий набор, его название и версия

• чувствительность метода в популяции, из которой происходит обследуемый индивид, если это возможно

5. Результат

Результат должен быть ясно представлен в однозначной форме. Если проведено несколько исследований, каждый результат следует представлять отдельно. Не следует использовать термины «положительный» и «отрицательный», так как они могут быть истолкованы неоднозначно.

Для обозначения выявленных генетических вариантов следует использовать номенклатуру и референсную последовательность, рекомендуемую HGVS (Human Genome Variation Society). Поскольку номенклатура и рекомендуемая референсная последовательность со временем меняются, необходимо использовать также традиционные обозначения мутаций, в скобках указывая их.

Если выявлено более одного патогенного генетического варианта, следует указывать фазу сцепления (если она известна).

6. Интерпретация результата

Согласно рекомендациям Комитета по контролю качества ESHGQ [53], лабораторное заключение должно содержать информацию, которая позволила бы врачам-генетикам осуществить клиническую интерпретацию результата исследования с использованием литературных ресурсов (например, описан ли обнаруженный миссенс-вариант в базах данных, к какому классу относится, известно ли его клиническое значение; в случае необходимости можно рекомендовать проведение генеалогического/семейного исследования).

Литература

1. http://www.genet.sickkids.on.ca/cftr

2. Castellani C., Cuppens H., Macek M., Jr., et al. Consensus on the use and interpretation of cystic fibrosis mutation analysis in clinical practice. J. Cyst. Fibros. 2008 May; 7 (3): 179-196.

3. Pettit R.S. Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator–Modifying Medications. Ann Pharmacother. 2012 Jul-Aug; 46 (7-8): 1065-1075.

4. Zielenski, J. Genotype and phenotype in cystic fibrosis. Respiration. 2000; 67 (2): 117-133.

5. Mishra A., Greaves R., Massie J.. The relevance of sweat testing for the diagnosis of cystic fibrosis in the genomic era. Clin. Biochem. Rev. 2005 Nov; 26 (4): 135-153.

6. Pettit R.S., Fellner C. CFTR Modulators for the Treatment of Cystic Fibrosis. P&T®. 2014 Jul; 39 (7): 500-511.

7. Griesenbach U., Alton E.W. Recent advances in understanding and managing cystic fibrosis transmembrane conductance regulator dysfunction. F1000 Prime Rep. 2015 May 27; 7: 64. (http://f1000.com/prime/ reports/m/7/64).

8. Marson F.A., Bertuzzo C.S., Ribeiro J.D. Classification of CFTR mutation classes Lancet Respir Med. 2016 Aug; 4 (8): e37-8.

9. De Boek K., Amaral M.D. Progress in therapies for cystic fibrosis lancet Respir Med. 2016 Aug; 4 (8): 662-74.

10. Borowitz D., Durie P.R., Clarke L.L., et al. Gastrointestinal outcomes and confounders in cystic fibrosis. J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr. 2005 Sep; 41 (3): 273-285.

11. Ahmed N., Corey M., Forstner G. et al. Molecular consequences of cystic fibrosis transmembrane regulator (CFTR) gene mutations in the exocrine pancreas. Gut. 2003 Aug; 52 (8): 1159-1164.

12. Koch C., Cuppens H., Rainisio M., et al. European Epidemiologic Registry of Cystic Fibrosis (ERCF): comparison of major disease manifestations between patients with different classes of mutations. Pediatr Pulmonol. 2001 Jan; 31 (1): 1-12.

13. Koch C. Early Infection and Progression of Cystic Fibrosis Lung Disease. Pediatr Pulmonol. 2002 Sep; 34 (3): 232-236.

14. Smyth A.R., Bell S.C., Bojcin S. et al. European Cystic Fibrosis Society Standards of Care: Best Practice guidelines. J. Cyst. Fibros. 2014 May; 13 Suppl. 1: S23-42.

15. http://www.cftr2.org

16. Richards S., Aziz N., Bale S., et al. Standards and guidelines for the interpretation of sequence variants: a joint consensus recommendation of the American College of Medical Genetics and Genomics and the Association for Molecular Pathology. Genet Med. 2015. May; 17 (5): 405-424.

17. Wallis Y., Payne S., McAnulty C., et al. Practice Guideline for the Evaluation of Pathogenicity and the Reporting of Sequence Variants in Clinical Molecular Genetics. Available at https://www.acgs.uk.com

18. Clinical Genomics. A Guide to Clinical Next Generation Sequencing. Edited by S. Kulkarni, J. Pfeifer. Elsevier Inc., Academic Press, London, UK, 2015, p. 470. ISBN: 978-0-12-404748-8.

19. Quintáns B., Ordóñez-Ugalde A., Cacheiro P., et al. Carracedo, A., Sobrido, M.J. Medical genomics: The intricate path from genetic variant identification to clinical interpretation. Appl. Transl. Genom. 2014 Jun 16; 3 (3): 60-67.

20. Kerem E., Conway S., Elborn S., Heijerman H. Standards of care for patients with cystic fibrosis:a European consensus. J. Cyst. Fibros. 2005 Mar; 4 (1): 7-26.

21. Farrell P.M., Rosenstein B.J., White T.B., et al. Guidelines for diagnosis of cystic fibrosis in newborns through older adults: Cystic Fibrosis Foundation consensus report. J. Pediatr. 2008 Aug; 153 (2): S4-S14.

22. De Boeck K., Wilschanski M., Castellani C.J., et. al. Cystic fibrosis: terminology and diagnostical gorithms. Thorax. 2006 Jul; 61 (7): 627-635.

23. Bombieri C., Claustres M., De Boeck K .et al. Recommendations for the classification of diseases as CFTR-related disorders. J. Cyst. Fibros. 2011 Jun; 10 Suppl 2: S86-102.

24. Munck A., Mayell S.J., Winters V. Cystic Fibrosis Screen Positive, Inconclusive Diagnosis (CFSPID): A new designation and management recommendations for infants with an inconclusive diagnosis following newborn screening. J. Cyst. Fibros. 2015 Nov; 14 (6): 706-713.

25. Ooi C.Y., Castellani C., Keenan K. et al. Inconclusive diagnosis of cystic fibrosis after newborn screening. Pediatrics. 2015. Jun; 135 (6): e1377-85.

26. World Health Organization. Classification of cystic fibrosis and related disorders, Report of a Joint Working Group of WHO/ICF(M)A/ECFS/ECFTN, 2001. J. Cyst. Fibros. 2002 Mar; 1 (1): 5-8.

27. LaRusch J., Jung J., General I.J., et al. Mechanisms of CFTR functional variants that impair regulated bicarbonate permeation and increase risk for pancreatitis but not for cystic fibrosis. PLoS Genet. 2014. Jul. 17; 10 (7): e1004376.

28. Witt H. Chronic pancreatitis and cystic fibrosis. Gut. 2003 May; 52 Suppl. 2: ii31-41.

29. Pettit R.S., Fellner C. CFTR Modulators for the Treatment of Cystic Fibrosis. P T. 2014 Jul; 39 (7): 500-511.

30. Кондратьева Е.И. Инновационные методы терапии муковисцидоза. Врач. 2016, №2: 77-81.

31. Mall M., Grubb B.R., Harkema J.R., O’Neal W.K., Boucher R.C. Increased airway epithelial Na⁺ absorption produces cystic fibrosis-like lung disease in mice. Nat. Med. 2004 May; 10 (5): 487-493.

32. Sheridan M.B., Fong P., Groman J.D., et al. Mutations in the beta subunitof the epithelial Na⁺ channel in patients with a cystic fibrosis-like syndrome. Hum. Mol. Genet. 2005. Nov. 15; 14 (22): 3493-3498.

33. Gallati S. Disease-modifying genes and monogenic disorders: experience in cystic fibrosis. Appl. Clin. Genet. 2014. Jul. 10; 7: 133-146.

34. Красовский С.А., Каширская Н.Ю., Черняк А.В. и др. Генетическая характеристика больных муковисцидозом в Российской Федерации по данным Национального регистра (2014 г.). Пульмонология. 2016; 26 (2): 133-151.

35. Степанова А.А., Абрукова А.В., Саваскина Е.Н., Поляков А.В. Мутация p.E92K – основная причина муковисцидоза у чувашей. Генетика. 2012; 48 (7): 863-871.

36. Bobadilla J.L., Macek М., Jr., Fine J.P., Farrell P.M. Cystic fibrosis: a worldwide analysis of CFTR mutations – correlation with incidence data and application to screening. Hum. Mutat. 2002. Jun; 19 (6): 575-606.

37. Петрова Н.В., Тимковская Е.Е., Васильева Т.А. и др. Особенности спектра мутаций в гене CFTR у больных муковисцидозом из Карачаево-Черкесии. Медицинская генетика. 2015; 14 (7): 32-36.

38. Иващенко Т.Э., Баранов В.С. Биохимические и молекулярно-генетические основы патогенеза муковисцидоза. СПб.: Интермедика, 2002. 256 с. ISBN 5-89720-043-2.

39. Одинокова О.Н. Расширенный поиск мутаций гена CFTR в выборке больных муковисцидозом из Сибирского региона. Сборник тезисов VII Ежегодной Северо-Западной с международным участием научно-практической конференции по муковисцидозу «Практика лечения муковисцидоза» (Санкт-Петербург, 27-28 мая 2016). 2016. С. 9-13.

40. Castellani C., Benetazzo M.G., Tamanini A. et al. Analysis of entire coding region of the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator gene in neonatal hypertrypsigenaemia with normal sweat test. J. Med. Genet. 2001. Mar; 38 (3): 202-205.

41. Петрова Н.В., Васильева Т.А., Тимковская Е.Е. и др. Анализ редких мутантных аллелей гена CFTR у российских больных. Сборник тезисов XI Национального конгресса «Муковисцидоз у детей и взрослых. Взгляд в будущее» (Москва, 24-25 мая 2013 г.). 2013. С. 66, 67.

42. Корытина Г.Ф., Викторова Т.В., Байкова Г.В., Хуснутдинова Э.К. Анализ спектра мутаций и полиморфных локусов гена трансмембранного регуляторного белка муковисцидоза в Башкортостане. Генетика. 2002; 38 (9): 1270-1275.

43. Рукавичкин Д.В. Клинико-генотипический полиморфизм муковисцидоза среди населения Краснодарского края: Дис. … канд. мед. наук: 03.00.15. Краснодар, 2007. 27 с.

44. Verlingue, N.I. Kapranov, B. Mercier et al. Complete screening of the coding sequence of the CFTR gene in a sample of CF patients from Russia: Identification of three novel mutations. Hum. Mutat. 1995; 5 (3): 205-209.

45. Одинокова О.Н. Молекулярная диагностика муковисцидоза в Сибирском регионе: поиск мутаций гена CFTR: Сборник статей и тезисов X Юбилейного Национального конгресса «Муковисцидоз у детей и взрослых». Ярославль, 2011. С. 60.

46. Степанова А.А., Красовский С.А., Поляков А.В. Информативность поиска 19 частых мутаций в гене CFTR у российских больных муковисцидозом и расчетная частота заболевания в Российской популяции. Генетика. 2015; 52 (2): 231-241.

47. Simakova T., Bragin A., Zaytseva M., et al. NGS-based assay for frequent newborn inherited diseases: from development to implementation. Doi: http://dx.doi.org/10.1101/050419

48. Павлов А.Е., Апалько С.В., Воробьев Е.В. Молекулярно-генетическая диагностика муковисцидоза в формате микрочипа. Лаборатория. 2012; (4):16-19.

49. Пренатальная диагностика наследственных и врожденных болезней. Под ред. акад. РАМН, проф. Э.К. Айламазяна, чл.-корр. РАМН, проф. ВС Баранова. 2-е изд. М.: МЕДпресс-информ, 2007. 416 С. ISBN 5-98322-345.

50. http://meduniver.com

51. Girardet A., Viart V., Plaza S., et al. The improvement of the best practice guidelines for preim plantation genetic diagnosis of cystic fibrosis: toward an international consensus. Eur. J. Hum. Genet. 2016. Apr. 24 (4): 469-478.

52. Harton G.L., De Rycke M., Fiorentino F. et al. ESHRE PGD consortium best practice guidelines for amplification-based PGD. Hum. Reprod. 2011. Jan; 26 (1): 33-40.

53. Claustres M., Kožich V., Dequeker E., et al. ESHG Quality committee. Recommendations for reporting results of diagnostic genetic testing (biochemical, cytogenetic and molecular genetic). Eur. J. Hum. Genet. 2014; Feb 22 (2): 160-170.