Текст книги "Пострефлекторная нейробиология поведения"

[211] Kerkut G. A., Horn N., Walker R. J. Long-lasting synaptic inhibition and its transmitter in the snail Helix aspersa // Compar. Biochem. Physiol. 1969. Vol. 30. P. 1061–1074.

[212] Kerkut G. A., Ralph K., Walker R. J., WoodruffG., Woods R. Excitation in the molluscan central nervous system // Excitatory synaptic mechanisms. Oslo: Univ. Press, 1970. P. 105–117.

[213] Kerkut G. A., Sedden С. В., Walker R. J. Uptake of DOPA and 5-hydroxytryptophan by monoamine-forming neurones in the brain of Helix aspersa // Compar. Biochem. Physiol. 1967. Vol. 23. P. 159–162.

[214] Kerkut G. A., Walker R. J. The specific chemical sensitivity of Helix nerve cells // Compar. Biochem. Physiol. 1962. Vol. 7. P. 277–288.

[215] Kerkut G. A., York B. The oxygen sensitivity of the electrogenic sodium pump in snail neurones // Compar. Biochem. Physiol. 1969. Vol. 28. P. 1125–1134.

[219] Klemm N., Bjorklund A. Identification of dopamine and noradrenaline in nervous structures of the insect brain // Brain Res. 1971. Vol. 26. P. 459–464.

[224] Krnjevic K. Conductance changes produced by neurotransmitters // 3rd Internat. Meeting Internat. Soc. Neurochemistry. Budapest: Akad. Kiadó, 1971. P. 164 (an abstract).

[225] Kumar S. Glutamic acid as a precursor of ACh synthesis in rat brain in vivo // Brain Res. 1971. Vol. 33. P. 578–581.

[229] Leclerc M., Delavault R. Présence de fibres nerveuses dans la paroicoelomique chez Asterina gibbosa Pennant (Echinoderme, Astéride) // C. R. Acad. Sci. Paris, 1971. Vol. 272. P. 3311–3313.

[230] Lemche H. The anatomy and histology of Cylichna (Gastropoda, Tectibranchia) // Spolia Zool. Mus. Hanniensis. 1956. Vol. 16. P. 1–278.

[231] Lentz T. L. Primitive nervous systems. New Haven: Yale Univ. Press, 1968.

[237a] Manaranche R., L’Hermite P. Étude des amines biogènes de Glycera convoluta K. (Annelide Polychète) // Z. Zellforsch. 1973. Vol. 137. P. 21–36.

[238] Marsden C, Kerkut G. A. The occurrence of monoamines in Planorbis corneus: A fluorescence microscopic and microspectrometric study // Compar. Gen. Pharmacol. 1970. Vol. 1. P. 101–116.

[239] Mayeri E., Kupfermann I., Koester J., Kandel E. R. Neural coordination of heart rate and gill contraction in Aplysia // Amer. Zool. 1971. Vol. 11. P. 667 (an abstract).

[241] McCaman R. E., Dewhurst S. A. Choline acetyltransferase in individual neurons of Aplysia californica // J. Neurochem. 1970. Vol. 17. P. 1421–1426.

[241a] McCaman R. E., Weinreich D., Borys H. Endogenous levels of acetylcholine and choline in individual neurons of Aplysia // J. Neurochem. 1973. Vol. 21. P. 473–476.

[243] Michelson M. J. Chairman’s conclusions // Proc. 4th Internat. Congr. Pharmacol. Vol. 5. Basel: Schwabe, 1969. P. 128–130.

[247] Murdoch L. L. Catecholamines in arthropods: A review // Compar. Gen. Pharmacol. 1971. Vol. 2. P. 254–274.

[249] Newman G., Kerkut G. A., Walker R. J. The structure of the brain of Helix aspersa. Electron microscope localization of cholinesterase and amines // Sympos. Zool. Soc. London, 1968. Vol. 22. P. 1–18.

[252] Nisbet R. H., Plummer J. M. Functional correlates of fine structure in the heart of Achatinidae // Experientia, Suppl. 1969. Vol. 15. P. 47–68.

[255] Oomura Y., Ooyama H., Sawada M., Tanigawa T. Effects of strychnine on glycine depolarization in an Onchidium neuron // J. Physiol. Soc. Japan. 1972. Vol. 34. P. 536.

[256] Ooyama H., Oomura Y., Sawada M. Ionic mechanism of the hyperpolarization of an Onchidium neurone induced by glutamate // Proc. 23rd Congr. Internat. Physiol. Sci. Tokyo. 1965. Abstr. 33.

[262] Osborne N. N., Cottrell G. A. Distribution of biogenic amines in the slug, Limax maximus // Z. Zellforsch. 1971. Vol. 112. P. 15–30.

[263] Osborne N. N., Cottrell G. A. Amine and amino acid microanalysis of two identified snail neurons with known characteristics // Experientia. 1972. Vol. 28. P. 656–658.

[264] Paupardin-Tritsch D., Gerschenfeld H. M. Transmitter role of serotonin in identifield synapses in Aplysia nervous system // Brain Res. 1973. Vol. 58. P. 529–534.

[264a] Paupardin-Tritsch D., Gerschenfeld H. M. Neuronal responses to 5-hydroxytryptamine resulting from membrane permeability decreases // Nature New Biol. 1973. Vol. 244. P. 171– 173.

[265] Pentreath V. W., Cottrell G. A. «Giant» neurons and neurosecretion in the hyponeural tissue of Ophiothrix fragilis Abildgaard // J. Exper. Marine Biol. Ecol. 1971. Vol. 6. P. 249–264.

[266a] Pentreath V. W., Osborne N. N., Cottrell G. A. Anatomy of giant serotonin-containing neurones in the cerebral ganglia of Helix pomatia and Limax maximus // Z. Zellforsch. 1973. Vol. 143. P. 1–20.

[267] Peteya D. J. A light and electron microscope study of the nervous system of Ceriartheopsis americanus (Cnidaria, Ceriantharia) // Z. Zellforsch. 1973. Vol. 141. P. 301–317.

[270] Pitman R. M. Transmitter substances in insects. A review // Compar. Gen. Pharmacol. 1971. Vol. 2. P. 347–371.

[271] Plotnikova S. I. The structure of the sympathetic nervous system of insects // Neurobiology of invertebrates. Budapest: Akad. Kiadó, 1968. P. 59–68.

[273] Pscheidt G. R. Biochemical correlates with phyletic division of the nervous system // J. The-or. Biol. 1963. Vol. 5. P. 50–65.

[275a] Rogers D. С. Fine structure of smooth muscle and neuromuscular junctions in the foot of Helix aspersa // Z. Zellforsch. 1969. Vol. 99. P. 315–335.

[279] Sakharov D. A. Cellular aspects of invertebrate neuropharmacology // Annual Rev. Pharmacol. 1970. Vol. 10. P. 335–352.

[281] Sakharov D. A. Evolutionary aspects of transmitter heterogeneity // J. Neural Transmission. 1974. Suppl. 11. P. 43–59.

[283] Sakharov D. A., Salánki J. Physiological and pharmacological identification of neurons in the central nervous system of Helix pomatia L // Acta physiol. Hung. 1969. Vol. 35. P. 19–30.

[284] Sakharov D. A., Salánki J. Study of neurosecretory cells of Helix pomatia by intracellular dye injection // Expenentia. 1971. Vol. 27. P. 655–656.

[285] Sakharov D. A., Turpajev T. M. Evolution of cholinergic transmission // Neurobiology of invertebrates. Budapest: Akad. Kiado, 1968. P. 305–314.

[286] Sakharov D. A., Zs.-Nagy I. Localization of biogenic monoamines in cerebral ganglia of Lymnaea stagnalis // Acta biol. Hung. 1968. Vol. 19. P. 145–157.

[287] Sakharova A. V., Sakharov D. A. Visualization of intraneuronal monoamines by treatment with formalin solutions // Progr. Brain Res. 1971. Vol. 34. P. 11–26.

[288] Salánki J. Studies on the effect of iontophoretically applied 1-glutamate on the giant nerve cells of gastropode (Helix and Limnaea) // Annal Biol. Tihany.1968. Vol. 35. P. 75–81.

[292] Sedden С. В., Walker R. J., Kerkut G. A. The localization of dopamine and 5-hydroxytrypt-amine in neurones of Helix aspersa // Sympos. Zool. Soc. London. 1968. Vol. 22. P. 19–32.

[298] S.-Rózsa K., Perényi L. Chemical identification of the excitatory substance released in Helix heart during stimulation of the extracardial nerve // Compar. Biochem. Physiol. 1966. Vol. 19. P. 105–113.

[300] Stroch V. Biogene Amine in Rezeptororganen von Gastropoden (Prosobranchia, Opisthobranchia) // Z. Zellforsch. 1971. No. 115. P. 94–99.

[301] Strumwasser F. Post-synaptic inhibition and excitation produced by different branches of a single neuron and the common transmitter involved // Excerpta Med., Internat. Congress Series. 1962. Vol. 48. P. 801 (an abstract).

[302] Strumwasser F. The cellular basis of behaviour in Aplysia. // J. Psychiat. Res. 1971. Vol. 8. P. 237–257.

[309] Tauc L., Gerschenfeld H. M. A cholinergic mechanism of inhibitory synaptic transmission in a molluscan nervous system // J. Neurophysiol. 1962. Vol. 25. P. 236–262.

[317] Turpaev T. M., Sakharov D. A. Comparative physiology of the mechanisms terminating the synaptic action of acetylcholine // Comparative pharmacolog. Vol. 1. Oxford: Pergamon Press, 1973. P. 345–355.

[318] Uchizono K. Characteristics of excitatory and inhibitory synapses in the central nervous system of the cat // Nature. 1965. Vol. 205. P. 642–643.

[324] Voskresenskaya A. K. The regulating function of the invertebrate nervous system // Neurobiologv of invertebrates. Budapest: Akad. Kiadó, 1968. P. 367–380.

[329] Weight F. F., Votava J. Inactivation of potassium conductance in slow postsynaptic excitation // Science. 1971. Vol. 172. P. 504.

[330] Weinreich D., Dewhurst S. A., McCaman R. E. Metabolism of putative transmitters in individual neurones of Aplysia californica: Aromatic amino acid decarboxylase // J. Neurochem. 1972. Vol. 19. P. 1125–1130.

[331] Weinreich D., McCaman M. W., McCaman R. E., Vaughn J. E. Chemical, enzymatic and ultrastructural characterization of 5-hydroxytryptamine-containing neurons from the ganglia ofAplysia californica and Tritonia diomedia // J. Neurochem. 1973. Vol. 20. P. 969–976.

[333] Welsh J. H. Neurohumoral regulation and the pharmacology of a molluscan heart // Com-par. Gen. Pharmacol. 1971. Vol. 2. P. 423–432.

[334] Welsh J. H. Catecholamines in the invertebrates // «Handbook of experimental Pharmacology». Vol. 33. Stuttgart: Springer, 1973. P. 79–109.

[335] Welsh J. H., Williams L. D. Monoamine-containing neurons in Planaria // J. Compar. Neurol. 1970. Vol. 138. P. 103–112.

[336] Wendelaar Bonga S. E. Ultrastructure and histochemistry of neurosecretory cells and neurohaemal areas in the pond snail Lymnaea stagnalis (L.) // Z. Zellforsch. 1970. Vol. 108. P. 190–225.

[341] Westfall J. A. Ultrastructure of synapses in a primitive coelenterate // J. Ultrastr. Res. 1970. Vol. 32. P. 237–246.

[342] Westfall J. A. Synapses in a sea anemone, Metridium (Anthozoa) // 7th Internat. Congr. Electron Microscopy. Vol. 3. Paris, 1970. P. 717 (an abstract).

[342a] Westfall J. A. Ultrastructural evidence for a granule-containing sensory-motor-interneuron in Hydra littoralis // J. Ultrastr. Res. 1970. Vol. 42. P. 268–282.

[343] Westfall J. A., Yamataka S., Enos P. D. Ultrastructural evidence of polarized synapses in the nerve net of Hydra // J. Cell Biol. 1971. Vol. 51. P. 318–323.

[347] Willows A. O. D., Hoyle G. Correlation of behaviour with the activity of single identifiable neurons in the brain of Tritonia // Neurobiology of invertebrates. Budapest: Akad. Kiadó, 1968. P. 443–461.

[347a] Willows A. O. D., Dorsett D. A., Hoyle G. The neuronal basis of behaviour in Tritonia. I. Functional organization of the central nervous system // J. Neurobiol. 1973. Vol. 4. P. 207–237.

[350] York В., Twarog В. М. Evidence for the release of serotonin by relaxing nerves in molluscan muscle // Compar. Biochem. Physiol. 1973. Vol. 44A. P. 423–430.

[352] Zs.-Nagy I., Sakharov D. A. Axo-somatic synapses in procerebrum of Gastropoda // Experientia. 1969. Vol. 25. P. 258–259.

[353] Zs.-Nagy I., Sakharov D. A. The fine structure of the procerebrum of pulmonate molluscs, Helix and Limax // Tissue and Cell 1970. Vol. 2. P. 399–411.

1979
Катехоламинсодержащие клетки примитивных хордовых и проблема происхождения специфических нейронов

Сахаров Д. А., Кашапова Л. А., Салимова Н. Б

В кн.: Катехоламинергические нейроны. М.: Наука, 1979. С. 25–34

Благодаря широкому применению люминесцентной гистохимии биогенных аминов накопились значительные материалы о распространении моноаминергических нейронов в нервных системах позвоночных и беспозвоночных. Можно с уверенностью сказать, что ни по какой другой группе специфических нейронов нет таких богатых сравнительных данных. Это позволяет использовать материалы, относящиеся к моноаминергическим нейронам, для постановки и решения некоторых общих задач эволюционной гистологии и физиологии нервной системы.

В данной работе рассмотрена проблема происхождения химически специфических нейронов, для анализа которой нами начато и проводится исследование нервных клеток, содержащих КА11
  Сокращение: КА – катехоламины.


[Закрыть], у бесчерепных и круглоротых – организмов, стоящих у основания эволюционного древа позвоночных. Прежде чем перейти к изложению результатов исследования, мы хотели бы коротко рассмотреть наши подходы к этой теоретической проблеме нейробиологии, определившие и выбор объектов.

Гипотезы о происхождении катехоламинергических нейронов

КАергические нейроны имеют широчайшее распространение: их нашли в составе нервных систем у всех изученных в этом отношении зоологических групп, кроме гидроидных полипов. Уже у актиний – несколько более сложных, чем гидроиды, кишечнополостных – такие нейроны имеются.

Тот факт, что нейроны сходного медиаторного химизма (в данном случае КАергические) встречаются у представителей разных зоологических групп, получил в нейробиологической литературе два объяснения.

По мнению одних, химическая специфичность нейронов развивалась независимо в процессе эволюции разных нервных систем. Например, известный сравнительный физиолог Э. Флори считает, что химические мозаики нервных систем различны в разных типах, но внутри зоологического типа изохимичные нейроны гомологичны [16]. Гораздо дальше идет Клемм, утверждающий, что даже в разных подгруппах класса насекомых системы КАергических нейронов развиваются независимо [18]. А. Л. Заварзин (младший) [3], также поддерживающий эту гипотезу, напротив, считает тип слишком узкой группой и говорит о независимом развитии медиаторной специфичности у первичноротых и вторичноротых.

Очевидно, таким образом, сторонники этой гипотезы происхождения медиаторной специфичности нейронов вкладывают в нее довольно разный конкретный смысл. Более того, ни один из них не пытается объяснить причины, по которым в процессе независимой, дивергентной специализации нервных клеток могут появляться одни и те же медиаторные вещества: КА, серотонин, ацетилхолин и т. д. Всё это свидетельствует о слабости гипотезы, развернутая критика которой дана нами в другом месте [9].

Противоположная гипотеза исходит из допущения, что изохимичные нейроны разных нервных систем восходят к общей анцестральной клетке, существовавшей некогда у общего предкового организма [8, 9]. С этих позиций КАергические нейроны представителей разных групп животных, включая наивысшие таксоны, могут быть клетками общего происхождения, одинаковый химизм которых есть выражение гомологии.

Как уже было упомянуто, КАергических нейронов нет лишь в нервной системе гидроидных полипов. Но в эктодерме некоторых колониальных гидроидов имеются клетки, которые дают указание на возможный источник возникновения КАергических нейронов. Речь идет о специальных клетках, синтезирующих и секретирующих дофамин, используемый для склеротизации перисарка – хитиноидной кутикулы, одевающей тело колонии [19]. Эти клетки способны к амебоидному движению, т. е. они умеют вытягивать отростки; дофамин запасается в них в сферических цитоплазматических гранулах; короче, имеются необходимые цитофизиологические предпосылки для достаточно несложной смены функции и превращения этих клеток в нейроны. Дальнейшую эволюцию таких нейронов, попадание их в состав разных нервных систем, развивающихся на основе диффузной нервной сети гидроидоподобного предка, дивергентную дифференциацию, в процессе которой дофаминергические нейроны дадут начало норадренергическим, а затем и адренергическим, всё это можно себе представить без больших натяжек.

О реконструкции первичных планов нейронных мозаик

Теоретический спор, коротко очерченный выше, должен быть решен прямыми сравнительными исследованиями. Далеко не просто, однако, сказать, что и с чем нужно сравнивать. В этом плане может оказаться полезной мысль, что объектом анализа должны служить не только сами конкретные организмы, на которых обычно работают нейробиологи, но и их гипотетические прототипы. Разъясним эту идею несколько подробней.

Данные о специфических нейронах накоплены и продолжают накапливаться для тех организмов, которые служат объектами нейробиологических исследований. Это – крыса и кошка, аплизия и виноградная улитка, пиявка, лягушка, рак, таракан и еще несколько форм. Почти все эти организмы несравнимы между собой, их нервные органы неродственны, нейронные мозаики несопоставимы. Все они являют собой результат далеко зашедшей эволюции своих зоологических групп.

В каждой из этих групп имеются, однако, более простые формы, стоящие ближе к предковым. Изучение этих форм может дать представление об исходном плане анатомического и клеточного строения нервной системы данной группы, в том числе об исходном распределении и первичной функции специфических нейронов (если таковые имеются не только у продвинутых, но и у примитивных представителей группы). Сравнение примитивных форм с продвинутыми позволит также судить о тенденциях эволюции клеточного состава нервной системы.

Анализ такого рода был нами ранее проведен на материале КАергических нейронов педального отдела нервной системы гастропод: на примитивных представителях класса были найдены места исходной периферической локализации этих нейронов, что позволило проследить их дальнейшую миграцию и дивергентную эволюцию, приводящую или не приводящую к появлению КАергических нейронов в составе педальных ганглиев у эволюционно продвинутых форм [10].

Знание примитивной ситуации и эволюционных тенденций позволит реконструировать клеточный состав нервной системы на уровне «морфологического типа», или «прототипа».

В перспективе возникнет возможность сравнивать исходные клеточные планы, «прототипы» нервных систем разных зоологических типов. Очень может быть, что при этом обнаружатся соответствия, которые позволят перекинуть мост от одного зоологического типа к другому – установить прямое генетическое родство изохимичных нейронов.

Конечно, обрисованная здесь программа вряд ли выполнима в короткие сроки, даже если ее относить к одним лишь КАергическим нейронам. Но несомненно, что на КАергических нейронах ее выполнить легче, чем на других.

Эта программа определила и наш интерес к организмам, изучение которых позволило бы реконструировать существенные черты нейронной мозаики в прототипе позвоночных животных, а именно к ланцетнику и аммоцету – личинке миноги. С этой же целью мы исследовали примитивные симпатические нейроны взрослой миноги.

Насколько нам известно, ни у ланцетника, ни у пескоройки (аммоцета) моноаминергические нервные элементы ранее не изучались. Как будет видно из дальнейшего, у этих примитивных хордовых имеются хорошо выраженные системы КАергических нейронов.

Биогенные амины в нервной системе ланцетника

Исследование проводили на половозрелых особях ланцетника Branchiostoma lanceolatum, добытых в Черном море и содержавшихся в аквариумах с естественной или искусственной морской водой.

Для люминесцентно-гистохимического выявления биогенных аминов применяли два водных метода – с формальдегидом [11] и с глиоксалевой кислотой [23]. Процедуры этих методов примерно одинаковы, различие заключается в том, что в первом методе ткань инкубируется в реакционной среде до изготовления криостатных срезов, а во втором – инкубируются сами срезы. Наряду со срезами изготовляли тотальные расправленные препараты жаберной области, кишечника, околоротовых отделов. Оба метода дали одинаковые результаты.

Кроме того, проводилось электронно-микроскопическое исследование жаберной области ланцетника, в частности области артерии эндостиля. Для этого кусочки ткани фиксировали 2 %-ным раствором глутаральдегида на 0,2 М какодилатном буфере (pH 7,4), содержащем 0,25 М хлористого натрия и 0,05 М сахарозы.

В люминесцентно-гистохимическом исследовании, которым мы старались охватить все участки тела ланцетника, характерное для КА яркое зеленое свечение регулярно обнаруживалось в двух отделах – в нервной трубке и в жаберной области. Кроме того, одиночные ярко-зеленые клетки иногда были видны в стенке кишечника.

Клетки и волокна, проявляющие интенсивное зеленое свечение, представлены по всей длине нервной трубки, однако на самом переднем ее конце светящиеся структуры выглядят иначе, чем в остальных частях трубки: они здесь очень тонкие и занимают более обширную область. На протяжении всего спинного мозга мелкие клетки, дающие зеленое свечение, расположены в вентральном его отделе, зачастую в непосредственном соседстве с глазками Гессе. Тела этих клеточек бывают округлыми или овальными, иногда звездчатой формы, от них в дорсальном направлении идут в нейропиль тонкие светящиеся отростки.

Интенсивное зеленое свечение, локализованное в жаберной области, найдено в двух участках – на вентральной поверхности и в самом переднем конце, вблизи паруса. Как известно, на вентральной стороне жаберной области расположен ресничный желобок (эндостиль, или поджаберная борозда), в состав которого входит несколько ультраструктурно различимых типов клеток. Здесь же имеется артерия эндостиля, или брюшная аорта, гомологичная брюшной аорте вышестоящих позвоночных. Зеленое свечение в этой области выявляется на тотальных препаратах в виде двух симметричных продольных тяжей, которые тянутся от переднего конца жаберной области до заднего. При больших увеличениях микроскопа видно, что каждый тяж представлен столбом клеток, вытянутых перпендикулярно направлению тяжа. По переднему концу жабры, со стороны паруса, в дорсо-вентральном направлении проходят два тяжа таких же клеток. Правый передний тяж переходит в правый вентральный, левый передний – в левый вентральный. Скопления небольших отростчатых клеток, проявляющих зеленую люминесценцию, можно видеть латеральнее вентральных тяжей, в местах, где расположены пульсирующие жаберные сосуды. Следует отметить, что движение крови осуществляется у ланцетника за счет пульсации переднего участка артерии эндостиля и приносящих жаберных артерий, которые отходят от брюшной аорты в каждой жаберной перегородке. Локализация люминесцирующих клеток, возможно, указывает на участие КА в регуляции сокращений жаберных сосудов.

В вентральной части жаберной области, от переднего до заднего ее конца, располагаются клетки и волокна с характерным для серотонина желто-зеленым свечением. Их легко отличить от КА-клеток не только по цвету свечения, но и по особой локализации: они лежат в ткани между смыкающимися жаберными дужками.

Электронно-микроскопическое исследование выявило под эндостилем, вблизи от вентрального эпителия жаберной области, небольшие, похожие на аксоны клеточные отростки, заполненные крупными круглыми везикулами с плотным содержимым (80–150 нм). Каких-либо контактов этих отростков с другими клеточными элементами наблюдать не удалось. Не ясно, от каких клеток берут начало эти отростки и, вообще, имеют ли они отношение к структурам, в которых наблюдалась зеленая люминесценция. Сообщенные здесь результаты носят предварительный характер, исследование биогенных аминов ланцетника в настоящее время продолжается.

Катехоламинергические нейроны пескоройки и миноги

Распределение моноаминергических нейронов у взрослых миног было ранее изучено с помощью люминесцентной гистохимии, эти знания дают хорошую основу для более детального исследования на ультраструктурном уровне. Литературные данные свидетельствуют о наличии КАергических нейронов как в головном и спинном мозге, так и в периферической нервной системе ручьевой миноги – того вида, который был объектом нашего исследования.

Вне ЦНС специфическое свечение катехоламиновой природы проявляют два рода клеток. Во-первых, в сердце и примыкающих к нему крупных сосудах имеются короткоотростчатые, интенсивно светящиеся клетки, идентифицированные как хромаффинные. Во-вторых, имеются длинноотростчатые клетки, проявляющие умеренную люминесценцию и расположенные вдоль разных, не обязательно крупных сосудов, а также в туловищной мускулатуре. Сравнительными исследованиями В. Л. Говырина и сотрудников эти клетки идентифицированы как эволюционные предшественники нейронов симпатических ганглиев, которые у круглоротых еще отсутствуют [1, 2, 6].

Мы исследовали с помощью электронного микроскопа обе категории периферических клеток, содержащих КА взрослой миноги, а также соответствующие клетки пескоройки. Предварительно пескоройку изучали с помощью люминесцентного микроскопа и нашли, что у нее, как у взрослой миноги, длинноотростчатые КА-содержащие клетки имеются в туловищной мускулатуре, а также сконцентрированы вблизи брюшной аорты.

Электронно-микроскопическое исследование проводили на развитых личинках ручьевой миноги Lampetra fluvitilis и на взрослых миногах того же вида, добытых в Неве и ее притоках. Для лучшей идентификации структур, содержащих биогенные амины, наряду с рутинной методикой обработки материала [5] применяли хромат-бихроматный метод [24]. С той же целью на пескоройке применяли фармакологические агенты – резерпин и 6-окси-дофамин. Резерпин в водорастворимой форме добавляли к воде, в которой содержали пескороек в течение недели перед взятием ткани на исследование (2 мг/л). 6-оксидофамин, разведенный в физиологическом растворе с добавлением 0,2 мг/л аскорбиновой кислоты, вводили внутримышечно из расчета 50 мг/кг; исследовали ткань, фиксированную через 1 час, 2 часа, 1, 2 и 9 суток после инъекции.

Чтобы при изучении симпатических нейронов избежать попадания на срезы хромаффинных клеток, исследование проводили на кусочках ткани туловищной мышцы, в которой хромаффинные клетки не встречаются. В скелетной мускулатуре как пескоройки, так и миноги имеются нервные элементы, относящиеся к трем типам, различимым на ультраструктурном уровне. Это, во-первых, холинергические нервные окончания, контактирующие с быстрыми и с медленными мышечными волокнами; такие окончания были известны авторам, изучавшим в электронный микроскоп миотомальные мышцы миноги [22] и пескоройки [21]. Во-вторых, это окончания на быстрых мышечных волокнах, содержащие умеренно плотные гранулы диаметром 100–150 нм. Их мы впервые описали у пескоройки [5], а позже нашли у взрослой миноги. В-третьих, тонкие отростки, наполненные крупными (150 нм и более) электронно-плотными гранулами и проходящие в миосептах вдоль медленных мышечных волокон. Одиночные волокна или пучки из нескольких волокон третьего типа проходят по соединительнотканной прослойке между медленными мышечными волокнами, относящимися к двум соседним миотомальным единицам; они имеются также в соединительнотканной выстилке абдоминальной полости, где лежат на некотором отдалении от медиального края туловищной мускулатуры; наконец, одиночные аксоны этого типа встречаются в составе вентрального сегментарного нерва, где такой аксон резко отличается от окружающих моторных аксонов – толстых и лишенных гранул. В обеих названных выше областях соединительной ткани (миосепты и медиальная выстилка) можно встретить лежащие одиночно перикарионы клеток, дающих начало нервным волокнам этого типа. Эти клетки невелики, их околоядерная цитоплазма, подобно отростку, содержит характерные электронно-плотные гранулы. Ни на перикарионах, ни на отростках этих клеток нам не удалось найти какие-либо нервные окончания.

Следующие факты и доводы, обоснованные результатами цитохимического и фармакологического исследования, позволяют нам прийти к заключению, что КА-содержащие элементы скелетных мышц, ранее наблюдавшиеся с помощью люминесцентного микроскопа, соответствуют третьему из указанных ультраструктурных типов. Прежде всего, полностью совпадает топография клеток, проявляющих люминесценцию, и аксонов III типа: те и другие регулярно встречаются в миосептах. Общим для них является и наличие перикарионов, тогда как аксоны I и II типов являются отростками клеток, расположенных вне мышечной стенки тела. Гранулы аксонов III типа в значительной степени запустевают у животных, подвергнутых действию резерпина, тогда как электронно-микроскопическая картина двух других типов нервных элементов при этом не меняется. В материале, обработанном хромат-бихроматным методом, хромируется содержимое гранул только в аксонах III типа.

У пескороек, обработанных 6-оксидофамином, мы не смогли обнаружить ультраструктурных изменений ни в одном из типов нервных элементов во всех вариантах опыта. Этот отрицательный результат не подтверждает вывода о катехоламиновой природе аксонов III типа, но и не противоречит ему. Хорошо известно, что 6-оксидофамин вызывает дегенерацию далеко не всех КАергических нейронов; в частности, эффекта этого вещества не удалось наблюдать на другом представителе круглоротых – миксине [20].

Катехоламинергические нейроны в исходном плане строения позвоночных

Результаты исследования, проведенного нами на ланцетнике и пескоройке, позволяют утверждать, что наиболее примитивные из современных хордовых животных, близкие по уровню организации к предку позвоночных, имеют в составе своей нейронной популяции КАергические нейроны. Полученные данные, несмотря на их предварительный характер, помогают судить об исходном распределении КАергических нейронов в основном плане строения хордовых, а также о некоторых тенденциях эволюции этого типа нервных клеток.

Как известно, для высших позвоночных характерно наличие КАергических нейронов в стволовых отделах головного мозга, в ганглиях симпатической цепочки и в составе некоторых интрамуральных ганглиев. Это распределение достигается в результате довольно сложного эволюционного процесса, включающего, с одной стороны, сокращение относительной доли КАергических нейронов и области их распределения в составе ЦНС и, с другой, – концентрацию периферических КАергических нейронов в ганглии и «расселение» их по внутренним органам.

По-видимому, в исходной ситуации КАергические нейроны были распределены вдоль всего трубчатого мозга и занимали в нем вентральную позицию. Об этом свидетельствуют не только наши результаты, полученные на ланцетнике, но и наличие групп КАергических нейронов в составе спинного мозга у некоторых низших позвоночных [13]. В ходе эволюции позвоночных такие нейроны исчезли из спинного мозга, но на переднем конце нервной трубки – в древних, стволовых отделах головного мозга – они не только сохранились, но и претерпели значительную дивергентную дифференциацию.

Знания о первичном распределении КАергических нейронов в трубчатом мозге хордовых могут оказаться очень полезными для дальнейших филогенетических сопоставлений. Вопрос о гомологиях нервной трубки хордовых был недавно рассмотрен В. В. Малаховым [7], который пришел к выводу, что нервная пластинка (зачаток нервной трубки) формируется на месте замыкания щелевидного бластопора и может быть признана гомологом таких образований, как нервный тяж погонофор и брюшной нервный тяж прочих вторичноротых. В этой связи нельзя не напомнить, что в нервной системе актиний – наиболее примитивных из организмов, имеющих КАергические нейроны, – эти нейроны расположены в околоротовой области, т. е. по происхождению занимают также циркумбластопоральную позицию.