Текст книги "Теоретические основы и практическое применение методов иммуногистохимии"

2.4. Получение и очистка антител

Поликлональные антитела получают путем иммунизации лабораторных животных. Обычно для этих целей используют кроликов, морских свинок или коз. Важно соблюдать принцип чужеродности иммуногена. Установлено, что чем сильнее антиген отличается по своей структуре от гомологичного антигена иммунизируемого животного, тем выше его иммуногенность. Например, инсулины человека и кролика имеют близкую первичную структуру, и поэтому для кролика инсулин человека малоиммуногенен. Между инсулином человека и морской свинки имеются достаточные отличия, что позволяет использовать этих животных как продуцентов соответствующих антисывороток (Фримел Г. М., 1987; Herschowitz H. I. D., 1985).

В общем случае способность антигена стимулировать продукцию антител зависит от ряда факторов. Так, с повышением молекулярной массы полимерных молекул повышается их иммуногенность. Для белков пороговый размер молекулы, определяющий появление иммуногенности, – 7 – 10 аминокислот. Это количество аминокислот, позволяющее сформировать α-спираль. Кроме этого, иммуногенность растет с повышением количества повторяющихся антигенных детерминант в составе антигена и зависит от жесткости структуры антигена, т. е. способности сохранять определенную структуру. Иммуногенность одного и того же антигена зависит от генотипа и может различаться у индивидуумов, имеющих разные отдельные варианты генов главного комплекса системы гистосовместимости, поэтому обычно одновременно иммунизируют нескольких животных (Фримел Г. М., 1987).

Слабоиммуногенные антигены необходимо вводить со стимуляторами иммуногенеза (адъювантами). Наиболее часто используют адъювант Фрейнда, в состав которого входят смесь минеральных масел, эмульгатор и убитые микобактерии. Использование в иммунизации адъюванта снижает возможность появления толерантности, позволяет расширить диапазон концентраций вводимого иммуногена от 50 до 200 мкг на одну инъекцию. Однако после введения адъюванта у животных часто образуются гранулемы, которые влияют на самочувствие, поэтому в течение иммунизации необходимо тщательно наблюдать за состоянием здоровья животного.

В ходе первичного иммунного ответа обычно образуются иммуноглобулины класса IgM, продукция которых сменяется синтезом иммуноглобулинов других изотипов. Получаемые описанным выше способом антитела в большей части относятся к IgG-фракции иммунной сыворотки. Однако ответ на некоторые антигены ограничивается синтезом IgM-антител (Haunghton G. [et al.], 1993).

В сывороточных средах содержание антител не превышает 10 % общего количества белка, поэтому для удаления примесных белков и ДНК необходимы высокоэффективные методы очистки. Для очистки антител применяется фракционирование сульфатом аммония. Последующая ионообменная хроматография обеспечивает чистоту антител на уровне только 90 %, поэтому для дальнейшей очистки необходимо использовать дополнительные методы, например гель-фильтрацию. В настоящее время большее распространение получил метод очистки антител с помощью аффинной хроматографии на иммобилизованном белке А или белке G. Этот метод очистки более быстрый (одностадийный) и позволяет получать антитела с чистотой более 95 %.

Моноклональные антитела получают с помощью метода гибридомной технологии. Гибридомы – это клоны – продуценты моноклональных антител. Для их получения лабораторные животные подвергаются иммунизации, затем из их селезенки выделяют иммунные В-лимфоциты (клетки, способные к продукции специфических клонов антител). Их соединяют с клетками миеломы (соматическая гибридизация), которые сами не могут производить специфические антитела, но способны к неограниченному размножению in vitro. После слияния клетки в течение 10 – 14 дней поддерживают в среде. Поскольку не все находящиеся в культуре клетки образованы путем слияния миеломных клеток с лимфоцитами, производящими нужные антитела, клетки, которые находятся в среде, делят на линии, которые культивируют в отдельных ячейках. Далее в культуральной среде определяют антитела и отбраковывают клеточные линии, не производящие антитела или недостаточно быстро размножающиеся. Отобранные клетки вводят в брюшную полость мышей, где гибридома размножается, подобно раковым клеткам материнской миеломы, секретируя антитела во внутриполостную жидкость с образованием асцита (скопление жидкости в брюшной полости). Асцитная жидкость содержит гомогенные моноклональные антитела в высокой концентрации (1 – 10 мг/мл) (Кеннет Р. Г. [и др.], 1983; Альтшулер E. П. [и др.], 2010).

Существуют методы получения антител и без использования лабораторных животных. Один из них основан на иммобилизации и включении клеток в твердую матрицу. Второй представляет собой культивирование клеток в гомогенной суспензии. Затруднения в использовании данных технологий возникают в тех случаях, когда иммунизация животных по какой-либо причине невозможна или не удается обойти толерантность к антигену. Для разрешения этой проблемы предложены методы молекулярного клонирования фрагментов генов антител. Одним из таких методов является техника фагового дисплея антител.

2.5. Хранение антител

В зависимости от способа очистки и индивидуальных особенностей конкретных антител транспортировка и хранение осуществляются в одной из следующих форм:

1. Лиофилизированные антитела. Перед первым использованием такие антитела необходимо растворить в буфере, состав которого указан производителем, аликвотировать. Как правило, их хранят при –20 °C, не допуская повторного размораживания. Допускается длительная транспортировка, не требующая особых температурных условий.

2. Концентрированный раствор антител. Обычно это 10 мМ фосфатный буфер (рН 7,2 – 7,4) или 10 мМ HEPES (pH 7,4 – 7,5). В буфер добавляют инертный белок, например 1,0 % бычий сывороточный альбумин (BSA), который конкурирует с антителами за места неспецифического связывания на стенках посуды. В качестве криопротектора, защищающего антитела от разрушения при замораживании, используют глицерин (до 50,0 % по массе). В целях предотвращения грибкового и бактериального заражения раствора антител обычно применяют 0,1 % азид натрия. Необходимо обратить внимание на то, что последний является ингибитором пероксидазы! Подбирая антитела, следует тщательно анализировать состав буфера для их хранения. Так, азид натрия можно заменить тимерозалом (до 0,02 %). Иногда в раствор добавляют меркаптоэтанол (до 0,10 %), что необходимо для предотвращения образования дисульфидных связей между субъединицами антител. Перед первым использованием такие антитела также необходимо аликвотировать и хранить при –20 °C (или –70 °C), не допуская повторного размораживания (Boenisch T., 2001).

3. Раствор антител, готовый к употреблению. Этот раствор хранится при температуре 4 – 8 °C и не требует дальнейшего разведения. Если планируется использовать коммерческие антитела, то необходимо внимательно ознакомиться с прилагаемой к ним инструкцией, в которой указаны условия хранения, оптимальные для поддержания активности антител, и следовать ей.

Литература

Альтшулер E. П., Серебряная Д. В., Катруха А. Г. Получение рекомбинантных антител и способы увеличения их аффинности // Усп. биол. химии. – 2010. – Т. 50. – С. 203 – 258.

Кеннет Р. Г., Мак-Керн Т. Дж., Бехтол К. Б. Моноклональные антитела: Гибридомы: новый уровень биологического анализа. – М.: Медицина, 1983.

Ройт А., Бростофф Дж., Мейл Д. Иммунология. – М.: Мир, 2000.

Тиллиб С. В. Верблюжьи антитела – эффективный инструмент для исследований, диагностики и терапии // Мол. биол. – 2011. – Т. 1. – С. 77 – 85.

Фримел Г. Иммунологические методы. – М.: Медицина, 1987.

Atassi M. Z. Molecular Immunology. – New York: Marcel Decer, Inc., 1984.

Boenisch T. Formalin-fixed and heat-retrieved tissue antigens: a comparison of their immunoreactivity in experimental antibody diluents // Appl. Immunohistochem. – 2001. – Vol. 9. – P. 176 – 179.

Burton D. R., Gregory L., Jefferis R. Aspects of the molecular structure of IgG subclasses // Monogr. Allergy. – 1986. – Vol. 19. – P. 7 – 35.

Haunghton G., Larry W. A., Whitmore A. B-1 cells are made, not born // Immunology Today. – 1993. – Vol. 14. – P. 84 – 86.

Herschowitz H. I. D. Immunophysiology: Cell function and cellular interactions in antibody formation // Immunology III / Ed. J. A. Bellanti. – Philadelphia: Saunders, 1985.

Глава 3.
СПОСОБЫ ВИЗУАЛИЗАЦИИ И УСИЛЕНИЯ ПРОДУКТА РЕАКЦИИ «АНТИГЕН – АНТИТЕЛО»

Необходимым этапом любого иммуногистохимического метода является визуализация результатов реакции «антиген – антитело». Выявить антитела, связавшиеся с антигеном, можно, используя различные метки, связанные с Fc-фрагментом антител. Такими метками могут быть: флуорохромы, ферменты, металлы и металлопротеины, радиоизотопы, промежуточные связующие вещества, например биотин, дигоксигенин.

Возможно использование меченых антител против интересующего антигена (прямой метод). В этом случае антитела взаимодействуют с антигеном в местах их локализации, последние выявляют при помощи метки, связанной с антителами. Такой метод визуализации наиболее простой, однако его чувствительность крайне низкая, поскольку на одну молекулу искомого антигена будет приходиться одно меченое антитело.

Для повышения чувствительности был разработан непрямой метод детекции с использованием двух различных антител. Первичные антитела реагируют с антигенами ткани. Связанные с меткой вторичные антитела специфически взаимодействуют с первичными, которые для вторичных антител являются антигенами. Метод значительно чувствительнее прямого, так как с каждой молекулой первичных антител связывается несколько молекул вторичных антител, содержащих метку. Хотя добавляется еще один этап, такой метод имеет некоторые преимущества:

– вторичные антитела против Fc-фрагмента другого вида животного получать намного проще, также легче присоединить к ним метку;

– первичные антитела не несут на себе лишнего груза в виде метки, а значит, легче и быстрее проникают в ткани, метка не влияет на конформационные изменения после взаимодействия антител с антигеном.

В качестве меток изначально использовались различные флуорохромы, дающие излучение в видимом диапазоне спектра при облучении их светом с определенной длиной волны, но для их использования требуется наличие флуоресцентного микроскопа с набором барьерных фильтров. Кроме этого, такие препараты нельзя хранить из-за быстрого затухания флуоресценции.

Для того чтобы препараты можно было исследовать с помощью обычной световой микроскопии и долго хранить, были разработаны методы получения стабильных окрасок. Наиболее простой меткой являются металлы, например коллоидное золото. В результате реакции «антиген – антитело» в месте скопления антител в световом микроскопе обнаруживается окрашивание. Допустимо использование радиоизотопов, однако их применяют очень редко из-за высокой опасности облучения персонала. Наибольшее распространение получили ферментные метки, например HRP, AP и глюкозоксидаза. Для каждого указанного фермента существует несколько субстратов, которые под действием фермента образуют нерастворимые красители различных цветов. Необходимо учитывать, что пероксидаза и AP есть и в тканях организма, поэтому иногда можно получить ложноположительные результаты. Пероксидаза содержится в большом количестве в нейтрофилах и эозинофилах, поэтому для окраски мазков крови, костного мозга и срезов иммунокомпетентных органов использование этого фермента не рекомендуется. При окраске других тканей небольшая пероксидазная активность блокируется добавлением перекиси водорода перед инкубацией с первичными антителами. AP содержится во многих тканях, поэтому во время инкубации с субстратом в него добавляют левамизол (ингибитор AP). Необходимо помнить, что AP клеток кишечника и плаценты не ингибируется левамизолом, поэтому для этих тканей лучше использовать другие ферменты. Глюкозоксидаза может использоваться без ограничений, так как в тканях млекопитающих не встречается. Если чувствительности такой системы недостаточно, то дополнительно используют антитела против пероксидазы или AP. Эти антитела связываются с антигенсвязывающим участком вторичных антител, что увеличивает чувствительность метода еще в 2 раза.

Следующий шаг на пути повышения чувствительности метода – иммуноокрашивание с использованием биотинавидинового комплекса. Биотин – это стойкое к действию высоких температур и широкому диапазону рН соединение, которое хорошо растворяется в воде и спирте. Биотин легко может вступать в стойкое соединение с различными белками, в том числе с ферментами и иммуноглобулинами. При использовании биотина немеченые первичные антитела соединяются с антигеном; меченные биотином вторичные антитела соединяются с первичными; добавляется комплекс «авидин – биотин – фермент», который присоединяется к биотину вторичных антител. Данный метод был назван ABC-методом (аббревиатура от английского avidin and biotinylated horseradish peroxidase macro-molecular сomplex). Авидин может быть заменен на стрептавидин – белок с молекулярной массой около 60 кДа, который получают из микроорганизмов Streptomyces avidinii.

В отличие от авидина стрептавидин не связывается с эндогенными лектин-подобными веществами, что позволяет резко уменьшить фоновое окрашивание и повысить чувствительность метода. Конъюгация стрептавидина непосредственно с маркерным ферментом позволяет увеличить стабильность используемых реактивов и сделать важный шаг на пути стандартизации методов ИГХ-окрашивания препаратов. Используя вторичные антитела, связанные с биотином, и комплекс «стрептавидин – маркерный фермент», можно выявить связавшиеся с детектируемым антигеном первичные антитела в два этапа. В случае, если в качестве вторичных антител используется смесь биотинилированных антител против иммуноглобулинов нескольких животных, такой реактив допустимо использовать при работе с первичными антителами различной видовой принадлежности (например, мышиными и кроличьими). Подобный подход реализован различными биотехнологическими компаниями в удобных наборах, которые широко используются в настоящее время (например, наборы LSAB2 и LSAB+ (Dako) и др.).

В последнее время большой популярностью пользуется метод выявления комплекса «антиген – антитело», подобный непрямой иммуногистохимической реакции, в которой роль вторичных антител, связанных с ферментной меткой, выполняет сложный молекулярный комплекс. Он состоит из осевой структуры, образованной небольшой молекулой полимера, к которой присоединены вторичные антитела (иммуноглобулины или их Fab-фрагменты) и маркерный фермент. Благодаря достаточно большому числу молекул фермента, находящихся в составе подобного комплекса, увеличивается чувствительность реакции. Использование вторичных реагентов, созданных на основе такой «полимерной» технологии позволяет не только повысить чувствительность метода в сравнении с методами ABC и LSAB, но и устранить вероятность неспецифической реакции с эндогенным биотином, который может присутствовать в части исследуемых тканей.

Близкой к «полимерным» системам разновидностью систем амплификации являются мультимерные системы (пример – наборы REVEAL, Spring Bioscience). Их преимущество перед «полимерными» реагентами состоит в малых размерах конъюгата, за счет чего обеспечивается лучшее проникновение вторичных антител к местам связывания первичных. При этом должна увеличиться и чувствительность реакции.

Нередко при постановке иммуногистохимических реакций даже с использованием высокочувствительных систем детекции связавшихся первичных антител исследователь сталкивается с проблемой недостаточной иммунореактивности, которую не удается решить, используя более высокие концентрации антител и увеличивая продолжительность инкубации. Методы демаскирования антигена – один из подходов, который позволяет существенно увеличить чувствительность реакции (см. гл. 5). Кроме него возможно применение и других приемов.

В тех случаях, когда продукт реакции отчетливо определяется в окрашенных препаратах, но желательно добиться его большей оптической плотности и контрастности, можно использовать метод тонирования DAB-продукта солями никеля или кобальта (Mullink H. [et al.], 1992). В ряду коммерческих наборов, предназначенных для выявления пероксидазы бензидиновой реакцией, имеются и такие, в которых реализована возможность никелевого тонирования. Применение солей никеля ведет к усилению интенсивности гистохимической реакции на пероксидазу и меняет цвет продукта реакции: он становится не желто-коричневым, а черным.

Усиления реакции можно достичь, проводя реакцию с мечеными вторичными антителами в сочетании с дополнительной реакцией с другими мечеными вторичными антителами, выработанными против иммуноглобулинов животного происхождения – источника первых вторичных антител. Такой подход позволяет увеличить концентрацию маркерного фермента (либо флуорохрома) в месте локализации продукта «антиген – антитело».

Наибольшего увеличения чувствительности реакции можно добиться, используя наборы, усиливающие реакцию при помощи тирамида (Bobrow M. N. [et al.], 1989; 1992). Применение конъюгатов тирамида в ИГХ основано на способности тирамида, при каталитическом влиянии пероксидазы, образовывать нерастворимое соединение в локусе действия фермента. Тирамид может быть помечен как флуорохромом, так и биотином, что дает возможность использования тирамидной амплификации не только при проведении флуоресцентной микроскопии, но и при обычной микроскопии в проходящем свете.

Таким образом, в настоящее время для исследователя доступен широкий спектр методов визуализации продукта иммуногистохимической реакции. Выбор конкретного способа должен определяться с учетом задачи исследования, предполагаемой концентрации антигена в изучаемом материале и наличия соответствующей приборной базы.

Литература

Bobrow M. N., Harris T. D., Shaughnessy K. J. [et al.]. Catalyzed reporter deposition: A novel method of signal amplification: Application to immunoassays // Journal of Immunological Methods. – 1989. – Vol. 125. – P. 279 – 285.

Bobrow M. N., Litt G. J., Shaughnessy K. J. [et al.]. The use of catalyzed reporter deposition as a means of signal amplification in a variety of formats // Journal of Immunological Methods. – 1992. – Vol. 150, № 1 – 2. – P. 145 – 149.

Mullink H., Vos W., Jiwa M., Horstman A. [et al.]. Application and comparison of silver intensification methods for the diaminobenzidine and diaminobenzidine-nickel endproduct of the peroxidation reaction in immunohistochemistry and in situ hybridization // J. Histochem. Cytochem. – 1992. – Vol. 40, № 4. – P. 495 – 504.

Глава 4.
ПОДГОТОВКА МАТЕРИАЛА ДЛЯ ИММУНОГИСТОХИМИЧЕСКОГО ИССЛЕДОВАНИЯ

При взятии материала для ИГХ-исследования следует строго соблюдать все требования, которые предъявляются к этой процедуре при обычном патоморфологическом исследовании. Материал не должен подсыхать перед погружением в фиксирующую среду, его не следует промывать гипотоническими средами (например, водой). Фрагменты материала не должны быть слишком крупными, поскольку большие размеры фиксируемых кусочков не позволяют добиться равномерности фиксации и хорошей сохранности центральных областей объекта, что в последующем проявляется различными артефактами. Фрагменты тонкостенных полых органов и пленочные препараты необходимо фиксировать в расправленном состоянии. Лучше всего для этого использовать восковые пластины. Фрагменты картона и плотной бумаги менее пригодны. При планировании исследования костной ткани следует ограничиться минимальными размерами объекта, поскольку крупные фрагменты костной ткани невозможно хорошо декальцинировать в тех декальцинаторах, которые пригодны для ИГХ (см. Приложение 1).

Патогистологический материал, включая операционные биопсии, желательно фиксировать в нейтральном формалине (параформальдегиде) или цинк-формалине, который по времени фиксации и обеспечению способности препаратов к восприятию обзорных окрасок полностью подобен обычному формалину. Простой (не нейтрализованный) формалин, приготовленный из концентрированного формальдегида 1: 9, использовать нежелательно.

В научных исследованиях, когда требуются максимально высокое качество гистологического препарата и хорошая сохранность антигенов, следует помимо цинк-формалина использовать и другие фиксаторы, предназначенные для применения в ИГХ (см. Приложение 1). При проведении экспериментальных исследований в отдельных случаях может понадобиться перфузионная фиксация (способ, когда фиксирующая жидкость вводится через артериальное русло). Обычно после применения альдегидных фиксаторов наступает перекрестная сшивка белковых молекул, что ведет к ухудшению выявляемости антигенов и вызывает необходимость их протеолитического или теплового демаскирования. Наш опыт показывает, что применение «мягкой» фиксации (фиксация в этанол-формальдегиде при концентрации последнего 0,5 – 1,0 % в течение 12 – 24 ч и фиксация в цинк-этанол-формальдегиде до 24 ч) не приводит к существенному ослаблению иммуноцитохимической реакции на белки промежуточных филаментов, α-актин, коллаген IV типа, ламинин, фибронектин (Коржевский Д. Э. [и др.], 2001), белки PCNA (Коржевский Д. Э., 2000), Bcl-2 (Коржевский Д. Э. [и др.], 2002), CD31 (Коржевский Д. Э. [и др.], 2006б), CD68 (Коржевский Д. Э., 2001), ядерный белок NeuN (Коржевский Д. Э. [и др.], 2005) и не требует демаскирования антигена.

Коагулирующие фиксаторы (спирты и различные спиртовые композиции) дают лучшие результаты при фиксации белков и гликопротеидов с большой молекулярной массой. Так, оптимальной фиксацией для определения виментина является жидкость Карнуа (один из коагулирующих фиксаторов). При фиксации нервной ткани предпочтительна непродолжительная (до 24 ч) фиксация в цинк-этанол-формальдегиде (Коржевский Д. Э. [и др.], 2006а), который не только хорошо сохраняет многие антигены, но и дает возможность получить отличные результаты при окраске по Нисслю. Для фиксации небольших пептидов (инсулина и др.), малых молекул и гаптенов (например, моноаминов) рекомендуется использовать альдегидные фиксаторы, поскольку в коагулирующих фиксирующих средах возможно частичное растворение либо диффузия низкомолекулярных антигенов.

После окончания фиксации остатки фиксирующих веществ необходимо удалить из материала, тщательно промыв его в дистиллированной воде (после формалина и цинк-формалина) или этаноле (после коагулирующих фиксаторов и спиртовых смесей). Заливка должна быть осуществлена в течение 2 – 5 сут после завершения фиксации. Это обеспечивает максимальную сохранность антигенов и их хорошую выявляемость в препаратах. При использовании архивного материала, длительно фиксировавшегося в формальдегидных фиксаторах либо хранившегося в 80 % этаноле, тепловое демаскирование следует проводить обязательно для всех типов антигенов, которые при этом не подвергаются разрушению, и использовать вторичные системы детекции высокой чувствительности.

Степень «жесткости» альдегидной фиксации и пригодность архивного материала для ИГХ-исследования удобно контролировать, используя тест-реакцию с моноклональными антителами к виметину (клон V9). Антитела клона V9 выявляют чувствительный к перефиксации эпитоп этого белка ПФ. Поскольку клетки, содержащие виментин (фибробласты, эндотелиоциты, менингоциты и др.), присутствуют в любом гистологическом объекте, за редким исключением, отрицательные результаты пробной ИГХ-реакции на виментин будут указывать на малую пригодность материала для ИГХ в целом. При обезвоживании материала не следует применять изопропанол, который делает объекты хрупкими и плохо поддающимися резке на микротоме. В качестве промежуточных сред могут быть использованы: хлороформ, петролейный эфир, ортоксилол, метилсалицилат, метилбензоат, неоптическое кедровое масло, пихтовое масло, терпинеол. Заливку можно проводить, используя парафин любых коммерческих марок, лучше известных производителей, как отечественных, так и зарубежных. При этом не следует применять парафин с высокой температурой плавления (58 – 60 °C). При заливке не рекомендуется использовать температуры выше 60 °C.

Заливка в целлоидин и целлоидин-парафин нежелательна, так как приводит к развитию неспецифической фоновой окраски в ходе выявления пероксидазы диаминобензидином. В случае необходимости применения целлоидина перед постановкой реакций его следует удалить из срезов жидкостью Никифорова (спирт-эфиром).

Изготовление срезов для ИГХ-исследования следует проводить на надежных ротационных и санных микротомах, обеспечивающих точную подачу и необходимый диапазон толщины срезов (3 – 7 мкм). Более толстые срезы могут потребовать модификации протоколов ИГХ-обработки и изменения времени демаскирования антигенов. Кроме того, толстые срезы плохо удерживаются на предметных стеклах даже при использовании специальных адгезивов. Срезы должны быть хорошо расправлены. Отсутствие складок позволяет обеспечить лучшее прилипание к предметному стеклу.

Для того чтобы избежать неспецифической фоновой реакции при наклейке срезов на предметные стекла, не следует использовать в качестве адгезивов яичный альбумин и сыворотку крови. Обычно расправленные на дистиллированной воде срезы толщиной до 5 мкм хорошо приклеиваются к ничем не обработанным предметным стеклам импортного производства (например, к стеклам фирм «Shandon» (США) и «Menzel» (Германия)). При необходимости обычные предметные стекла для улучшения прилипания срезов могут быть обработаны специальными адгезивами (см. Приложение 2).

При расправлении и сушке срезов нежелательно применять высокие температуры (выше 48 °C). Оптимальным является просушивание срезов в суховоздушном термостате с вентиляцией при 40 °C в течение 3 дней. Более продолжительное пребывание срезов в термостате может способствовать лучшему их приклеиванию к предметным стеклам. При необходимости работы с препаратами на следующий день после изготовления срезов желательно использовать стекла с адгезивным покрытием, нанесенным в заводских условиях.

Потеря срезов во время проведения теплового демаскирования и длительной инкубации с антителами, когда нельзя изготовить новые срезы (весь блок уже порезан), ставит вопрос о принципиальной возможности улучшения прилипания срезов к предметному стеклу на этапе, когда срезы уже находятся на нем. Эту проблему можно попытаться решить, прогревая предметные стекла со срезами в течение ночи (перед проведением ИГХ-реакции) в термостате при 60 – 65 °C. При использовании такого способа достигаемое иногда улучшение приклеивания срезов сопровождается некоторой потерей иммунореактивности, вызванной действием на срезы высокой температуры.

Удаление парафина из срезов и их регидратацию перед иммуногистохимическим исследованием проводят так же, как и перед обычной окраской. При этом следует проверять спирты на загрязнение ксилолом, поскольку остатки ксилола, как и плохо удаленный парафин, могут приводить к понижению чувствительности реакции. Заменители ксилола следует использовать с осторожностью, поскольку они медленнее отмываются в спиртах и быстрее загрязняют их, чем ксилол.