Текст книги "Анализы. Полный медицинский справочник. Ключевые лабораторные исследования в одной книге"

Унифицированный метод определения фосфора после осаждения белков трихлоруксусной кислотой

Принцип метода

При осаждении белков крови трихлоруксусной кислотой все фосфолипиды осаждаются вместе с белковым сгустком, а неорганический и кислоторастворимый фосфор остаются в растворе. Белковый сгусток минерализуется нагреванием с хлорной кислотой, и фосфор определяется эйконогеновым методом. В связи с тем что белки плазмы не содержат фосфора, весь осаждаемый трихлоруксусной кислотой фосфор входит в состав фосфолипидов.

Необходимые реактивы

1. Кислота хлорная 57%-ная, ее концентрация должна быть 5,7 н, что проверяется титрованием. Если концентрация значительно ниже, что часто случается, так как препарат может содержать 40 или 50% НСlО₄, соответственно увеличивается количество реактива, используемого при минерализации.

2. Кислота трихлоруксусная, 100 г/л (10%-ный).

3. Аммоний молибденовокислый, раствор 40 г/л. Готовят, растворяя 4 г (NH₄) Mo₇O₂₄ × 4H₂O в 100 мл воды.

4. Натрий кислый сернистокислый.

5. Натрий сернистокислый безводный.

6. Эйконоген, раствор.

7. Калибровочный раствор. Основной калибровочный раствор, содержащий 50 ммоль фосфора в 1 л, разводят водой в 50 раз; получается раствор, содержащий 1 мкмоль/мл.

Ход исследования

К 0,2 мл исследуемой сыворотки добавляют 3 мл воды и медленно 3 мл 10%-ного раствора трихлоруксусной кислоты, через 1–2 мин центрифугируют, надосадочную жидкость сливают – пробирку переворачивают и дают стечь жидкости. К осадку добавляют 1 мл 57%-ной хлорной кислоты; если ее концентрация ниже, соответственно увеличивают количество кислоты, переносят в колбу или в большую пробирку для сжигания и минерализуют.

Минерализация – наиболее ответственный этап определения. Дигидрат хлорной кислоты НСlО₄ × 2Н₂О кипит при температуре 203 °С, при более низкой температуре из пробы удаляют воду, а при повышении температуры начинает улетучиваться сама хлорная кислота. Температурный режим должен быть подобран так, чтобы пары дигидрата хлорной кислоты конденсировались на стенках и в виде капелек опускались на дно, где опять испарялись, и т. д. При оптимальных условиях минерализация заканчивается за несколько часов; если температура слишком низкая, она затягивается, если слишком высокая, хлорная кислота улетучивается, и проба будет испорчена. Лучше всего сжигать пробы в больших пробирках 20 × 200 мм, которые устанавливают в подогреваемом электричеством металлическом блоке (каждую пробирку в отдельном гнезде). Сверху пробирки прикрывают специальными затычками или колпачками, на которых также конденсируются и стекают вниз пары хлорной кислоты. Высота блока должна быть 2–3 см; большая часть пробирки, которая находится над блоком, остается свободной и относительно холодной, на ней и конденсируется хлорная кислота. Желательно, чтобы температура в блоке поддерживалась на уровне 200–210 °С с помощью электронного реле, соединенного с контактным термометром (как в термостате). Такое устройство позволяет сжигать большое количество проб с наименьшими затратами времени лаборанта, но можно работать также с круглодонными колбами с длинными горлышками (колбы Кьельдаля) на песчаной бане, но это требует большего внимания к ходу минерализации. Внешний признак того, что минерализация окончилась, – просветление проб, но он может быть обманчивым. В то же время слишком длительное нагревание приводит к потерям, поэтому перед началом серийных анализов надо отработать режим сжигания, проверяя воспроизводимость в серии.

После охлаждения к минерализованной пробе прибавляют 7 мл воды, 1 мл раствора молибденовокислого аммония и 1 мл раствора эйконогена, объем доводят водой до 10 мл. Через 20 мин фотометрируют в кюветах с длиной оптического пути 1 см при длине волны 630–690 нм против холостого опыта, в который берут 0,8 мл хлорной кислоты, 7 мл воды и далее проводят цветную реакцию так же, как и в опыте.

Для построения калибровочной кривой минерализуют калибровочные пробы, содержащие 0,2–1 мкмоль фосфора. Для этого к ним прибавляют по 1 мл хлорной кислоты и ставят нагревать вместе с опытными пробами, после чего проводят цветную реакцию. По калибровочному графику вычисляют содержание фосфора в пробе, эту величину умножают на 5 и получают концентрацию мкмоль/мл или ммоль/л.

После минерализации образовавшийся неорганический фосфор может быть определен любым методом, в том числе и наиболее чувствительным с малахитовым зеленым. Иногда в процессе минерализации образуется некоторое количество пирофосфата, что приводит к заниженным результатам анализа. В этом случае пробу после разведения водой ставят на несколько минут на кипящую водяную баню, при этом пирофосфат гидролизуется.

Определение нуклеотидов эритроцитов электрофоретическим методом

Принцип метода

Белки эритроцитов осаждают трихлоруксусной кислотой, надосадочную жидкость подвергают электрофорезу на бумаге в цитратном буфере рН 5,1. Пятна АТФ и АДФ идентифицируют в ультрафиолетовом свете, вырезают, элюируют и количественно определяют прямой спектрофотометрией в ультрафиолетовом свете при длине волны 260 нм.

Необходимые реактивы

1. Натрия цитрат трехзамещенный.

2. Гепарин, ампулированный препарат, активность 5000 ЕД/мл.

3. Натрия хлорид 0,85%-ный раствор (физиологический раствор).

4. Кислота трихлоруксусная 150 г/л (15%-ный раствор).

5. НСl 0,01 н.

6. Цитратный буфер рН 5,1 готовят, растворяя в воде 17,65 г натрия цитрата трехзамещенного и 4,41 г лимонной кислоты. Объем доводят до 1 л.

7. Бумага для электрофореза, разрезанная на ленты 35 × 200 мм.

Ход исследования

Кровь берут с гепарином из Расчета 0,1 мл на 5 мл крови. Эритроциты отделяют центрифугированием, плазму отсасывают, а клетки дважды промывают изотоническим раствором натрия хлорида при температуре 4 °С, каждый раз центрифугируя, отсасывая надосадочную жидкость и вновь ресуспендируя в новой порции раствора. К 0,5 мл эритроцитной взвеси добавляют 0,5 мл 15%-ной трихлоруксусной кислоты, перемешивают палочкой, выдерживают при температуре 4 °С в течение 10 мин и центрифугируют. Надосадочную жидкость используют для определения нуклеотидов.

Электрофоретическую камеру заполняют цитратным буфером рН 5,1 и смачивают бумагу для электрофореза согласно правилам работы на приборе. На место старта равномерной поперечной полосой наносят 0,05 мл исследуемого трихлоруксусного экстракта и проводят электрофорез при напряжении 12–14 В/см при силе тока 0,5–1 мА на 1 см поперечного сечения ленты в течение 3,5 ч. После этого электрофореграммы высушивают в темноте и рассматривают при освещении коротким ультрафиолетовым светом (длина волны меньше 300 нм, можно пользоваться ультрахемоскопом Блюмберга или другим аналогичным прибором). Бумага слегка флюоресцирует за счет примесей, а адениловые нуклеотиды, которые сильно поглощают свет в этой области, видны в виде темных пятен. Ближе к старту находится АДФ, дальше от старта – АТФ. Контуры пятен обводят карандашом, вырезают и элюируют 5 мл 0,01 н НСl в течение 4 ч. Одновременно экстрагируют аналогичный участок бумаги, не содержащий нуклеотидов; этот раствор используют в качестве холостого опыта. Экстинкции всех растворов измеряются при длине волн 260 и 290 нм в кюветах с длиной оптического пути 1 см, из первой величины вычитают вторую.

Расчет основывается на данных молярного коэффициента экстинкции при длине волны 260 нм, который у разных нуклеотидов несколько различается, однако этими небольшими различиями можно пренебречь и принять его равным 14,2 × 10³. Это значит, что такая величина оптической плотности получится, если фотометрировать в кювете с длиной оптического пути 1 см раствор концентрации 1 моль/л и вычесть из этой величины оптическую плотность при 290 нм. Для раствора концентрации 1 мкмоль/л величина будет 0,0142.

В данном методе окончательное разведение пробы в 200 раз (нуклеотиды из 25 мкл эритроцитной массы оказываются в 5 мл), поэтому Расчет производят по формуле:

Е × 200 / 0,0142 = Е × 14 085 мкмоль / л эритроцитарной массы,

где Е – разность оптических плотностей, измеренных при длинах волн 260 и 290 нм.

Нормальные величины: для АТФ – 600–1400 мкмоль/л, для АДФ – 250–800 мкмоль/л, отношение молярных концентраций АТФ / АДФ в норме 2.

Определение адениловых нуклеотидов эритроцитов методом тонкослойной хроматографии

Принцип метода

Белки эритроцитов осаждаются хлорной кислотой, избыток которой удаляется в виде калиевой соли. Безбелковый фильтрат хроматографируется в тонком слое на пластинах «Силуфол», нуклеотиды идентифицируются в ультрафиолетовом свете и определяются по светопоглощению элюатов.

Необходимые реактивы

1. Диоксан.

2. Изопропиловый спирт.

3. Аммиак, концентрированный раствор.

4. Кислота хлорная, 0,8 н (8%-ная НСlО₄).

5. Калия карбонат, раствор 2 моль/л готовят, растворяя 27,6 г карбоната калия (поташ, К₂СО₃) в воде, объем доводят до 100 мл. В случае необходимости препарат предварительно сушат при температуре 105–110 °С.

6. Подвижная фаза для хроматографии – смешивают 40 мл диоксана, 20 мл изопропилового спирта, 40 мл воды и 10 мл концентрированного раствора аммиака. Можно использовать и более простую систему, которую готовят без изопропанола, смешивая 40 мл диоксана, 40 мл воды и 10 мл раствора аммиака.

7. НСl, 0,1 н.

8. Натрия хлорид, 0,85%-ный раствор (изотонический раствор).

9. Пластины для тонкослойной хроматографии «Силуфол».

Ход исследования

Кровь берут с гепарином, добавляя его из Расчета 12 ME на 1 мл крови. Эритроциты отделяют центрифугированием, плазму отсасывают, а клетки 3 раза промывают холодным изотоническим раствором натрия хлорида, каждый раз центрифугируя по 20 мин при скорости 3000 об./мин.

К 1 мл эритроцитной массы добавляют 1 мл раствора хлорной кислоты, перемешивают и через несколько минут осадок отделяют центрифугированием. К 1 мл надосадочной жидкости прибавляют 0,1 мл раствора калия карбоната и оставляют на холоде, пока полностью не выпадут кристаллы образовавшегося перхлората калия. 0,05–0,1 мл холодной надосадочной жидкости (если она согреется, кристаллы частично растворяются) наносят в виде полоски на пластину «Силуфол» и проводят восходящую хроматографию в течение 60–90 мин в смеси диоксана, изопропилового спирта и аммиака.

Перед началом хроматографии камера должна быть насыщена парами растворителя, фронт растворителя должен пройти расстояние не менее 3/4 пластины; если он не пройдет его, то наиболее вероятная причина этого – плохое насыщение камеры парами подвижной фазы или плохая герметизация камеры.

Вынутые из камеры пластины высушивают на воздухе и просматривают в коротком ультрафиолетовом свете (на ультрахемоскопе Блюмберга или другом аналогичном приборе), находят пятна нуклеотидов и обводят их острым предметом. В этой системе быстрее всего движется АМФ, медленнее – АТФ. Порошок с отмеченных мест пластины соскабливают и элюируют 3 мл 0,1 н НСl. Определяют светопоглощение надосадочной жидкости при длине волны 260 нм.

При налаживании методики рекомендуется провести определение в калибровочном растворе, содержащем в 1 мл 30–60 нмоль (15–30 мкг) ампулированного препарата АТФ, который непосредственно наносят на хроматографическую пластину так же, как и нейтрализованный хлорный экстракт. Эти препараты обычно помимо АТФ содержат также АДФ и АМФ.

Расчет проводят исходя из молярных коэффициентов экстинкции: для АТФ – 14 600, для АДФ – 15 000, для АМФ – 14 700. Если для хроматографии было взято 0,1 мл нейтрализованного экстракта и окончательный объем после элюации был 3 мл, разведение составляет 1 : 63, поэтому для того чтобы выразить концентрацию АТФ в мкмоль/л, надо величину умножить на 4315, для АДФ коэффициент составляет 4200, для АМФ – 4286. Если же для хроматографии берут 0,05 мл нейтрализованного экстракта, коэффициенты должны быть в 2 раза выше.

Нормальные величины: содержание АТФ – 726 × 2,4 мкмоль/л, содержание АДФ – 262 × 1,2 мкмоль/л, АМФ – 4,1 × 1,3 мкмоль/л.

Магний

Магний – второй по концентрации после калия внутриклеточный катион, входит в состав ряда ферментов. Наиболее необходим для функционирования сердца, нервной и мышечной ткани. Он содержится в мышечной и костной ткани. Активность многих ферментов зависит от магния.

Нормальная концентрация: в плазме – 0,7–1,2 ммоль/л, в моче – 3–5 ммоль/сутки.

Общее содержание в организме – около 1640 ммоль, из них:

1) в скелете – около 50%;

2) в мышцах – около 30%.

Суточная потребность – 300–400 мг.

Снижение концентрации магния обнаруживается одновременно в крови и моче при больших потерях воды (продолжительные поносы, полиурия при заболеваниях почек, прием мочегонных средств), при нарушениях всасывания в кишечнике, хроническом алкоголизме, в период беременности. Недостаток магния проявляется нарушениями сердечной деятельности, а при значительном дефиците – судорогами.

Избыточное содержание магния отмечается при хронической почечной недостаточности, гипофункции щитовидной железы и вызывает замедление проведения нервного импульса в проводящей системе сердца, блокаду нервно-мышечной передачи.

Методы определения магния во многом близки методам определения кальция, так как и в том и в другом случае на первом месте по точности стоит атомная абсорбция, на втором – химические методы, основанные на образовании окрашенных комплексных соединений.

Хотя магний, подобно кальцию, только частично находится в плазме крови в ионизированном состоянии, а частично связан с белками и низкомолекулярными комплексообразователями – лимонной и фосфорной кислотами, клиническое значение имеет только определение общего магния.

Известно много веществ, образующих окрашенные или флюоресцирующие комплексы с магнием, аналитическая пригодность их определяется чувствительностью и способностью избирательно реагировать с магнием в присутствии кальция. Однако абсолютной избирательности достичь очень трудно, поэтому приходится использовать составные калибровочные растворы, в которых присутствуют несколько веществ.

Давно известен не очень чувствительный метод определения с титановым желтым, который достаточно специфичен, но требует предварительной депротеинизации, благодаря чему может быть использован для определения магния в эритроцитах. Значительно чувствительнее метод с магоном (ксилидиновым синим II) или его сульфопроизводным (ксилидиновым синим I). В кислой среде это вещество существует в виде окрашенного в красный цвет недиссоциированного соединения, в слабощелочной – в виде однозарядного иона синего цвета, а в сильнощелочной – в виде двухзарядного иона красного цвета. С ионом магния образуют устойчивый окрашенный в красный цвет комплекс два однозарядных иона.

Принцип метода

Магний в щелочной среде образует комплекс красного цвета с титановым желтым, присутствие гидроксиламина стабилизирует окраску. При анализе сыворотки или эритроцитов белки осаждают вольфраматом натрия, моча предварительно разводится до нужной концентрации.

Необходимые реактивы

1. 0,075%-ный раствор титанового желтого: 18,7 мг вещества растворяют в 25 мл воды, хранят в холодильнике в темной склянке (реактив очень светочувствителен, годен не более 10 дней).

2. 2%-ный раствор гидрохлорида гидроксиламина: 2 г гидроксиламина гидрохлорида растворяют в 100 мл воды.

3. 0,1%-ный раствор метилового красного в 95%-ном этиловом спирте (индикатор с зоной перехода рН 4,4–6,2).

4. 0,2 н NaOH.

5. 1,5 н NaOH.

6. 10%-ный раствор вольфрамовокислого натрия: 10 г вольфрамата натрия (Na₂WO₄) растворяют в воде, объем доводят до 100 мл.

7. 0,67 н серная кислота.

8. Калибровочный раствор магния сульфата 1 ммоль/л: 246,5 мг сульфата магния (MgSO₄ × 7H₂O) растворяют в воде, объем доводят в мерной колбе до 1 л.

Ход исследования

К 2 мл воды добавляют 1 мл исследуемой сыворотки и 1 мл 10%-ного вольфрамата натрия, затем 1 мл 0,67 н серной кислоты. Перемешивают стеклянной палочкой, а затем через 10–15 мин центрифугируют или фильтруют. В градуированную пробирку или мерный цилиндр с отметкой 10 мл отмеривают 2,5 мл безбелкового фильтрата, добавляют каплю индикатора метилового красного и 0,2 н NaOH до установления желтой окраски. После этого прибавляют 1 мл 2%-ного гидрохлорида гидроксиламина, 1 мл 0,075%-ного титанового желтого и 2 мл 1,5 н NaOH и доводят объем водой до 10 мл. Фотометрируют в кювете с длиной оптического пути 1 см при длине волны 500–560 нм против холостого опыта, в котором вместо сыворотки крови берут 1 мл воды.

Для построения калибровочного графика в серию пробирок вносят от 0,2 до 1 мл калибровочного раствора 1 ммоль/л, доводят водой до объема 6 мл, прибавляют по 1 мл 2%-ного гидрохлорида гидроксиламина, 0,075%-ного титанового желтого и 2 мл 1,5 н NaOH. Окраска раствора, в который добавлено 0,2 мл калибровочного раствора, соответствует содержанию магния в плазме 0,4 ммоль/л, раствора, в который добавлено 0,5 мл, – концентрации 1 ммоль/л и т. д.

При определении содержания магния в эритроцитах 0,5 мл эритроцитарной взвеси, полученной так же, как и при определении в клетках калия и натрия, вносят в 2,5 мл воды. Через несколько минут, когда взвесь просветлеет (станет лаковой), что свидетельствует о завершении гемолиза, добавляют вольфрамат натрия, серную кислоту и так далее аналогично определению в плазме. Метод пригоден также для определения магния в моче. В этом случае ее разводят водой в 10 или 20 раз (так как концентрация может сильно колебаться), к 0,5 мл приливают 5,5 мл воды, по 1 мл растворов гидрохлорида гидроксиламина и 0,075%-ного титанового желтого, а также 2 мл 1,5 н NaOH и фотометрируют.

Принцип метода

Магний дает с магоном (ксилидиловым синим II) яркое окрашивание, белки сыворотки не препятствуют его развитию. В связи с тем что на интенсивности окраски сказывается присутствие других катионов, используют комплексный калибровочный раствор.

Необходимые реактивы

1. Раствор магона, содержащий 0,28 ммоль/л: 115,4 мг магона при нагревании растворяют в 50 мл диметилформамида, объем доводят до 1 л 96%-ным этиловым спиртом.

2. 0,02 М боратный буфер рН 9,5: примерно в 800 мл воды растворяют 7,63 г буры (Na₂B₄O₇ × 10Н₂О), прибавляют 79 мл 0,1 н NaOH и проверяют рН, добавляют столько щелочи, сколько необходимо, чтобы рН был 9,5, после чего водой доводят объем до 1 л.

3. Рабочий раствор магона – в день определения смешивают равные части раствора магона и боратного буфера; реактив нестоек, годен в течение одного рабочего дня.

4. Комплексный калибровочный раствор: 200 мг металлического магния в виде стружки промывают разбавленной НСl, водой, спиртом и эфиром, высушивают сначала в токе азота, затем под вакуумом и растворяют в 15 мл концентрированной НСl, добавляют около 200 мл воды и 2,5 г кальция карбоната (СаСО₃), 2,86 г калия хлорида (КСl) и 65,4 г натрия хлорида (NaCl); после растворения всех ингредиентов объем доводят водой до 1 л. Получается раствор, содержащий 200 мг магния в 1 л, перед употреблением его разводят водой в 10 раз, получается рабочий калибровочный раствор, содержащий 0,823 ммоль/л магния (2 мг%).

Ход исследования

К 4 мл рабочего раствора магона прибавляют 30 мкл исследуемой сыворотки или спинномозговой жидкости, перемешивают и фотометрируют в кювете с длиной оптического пути 1 см при длине волны 505 нм против холостого опыта, в котором вместо сыворотки берут воду. Одновременно ставят калибровочный опыт, в котором вместо сыворотки берут 30 мкл рабочего калибровочного раствора, содержащего 0,823 ммоль/л магния. Расчет ведут по правилу пропорций.

Хлориды

Хлориды поступают в организм в виде солей натрия, кальция, магния, которые при растворении диссоциируют на катионы и анионы хлора. Ионизированный хлор играет большую роль в поддержании кислотно-щелочного равновесия и баланса воды в организме.

Нормальная концентрация в крови:

1) новорожденные до 30 дней – 98–113 ммоль/л;

2) взрослые – 97–108 ммоль/л, в моче – 150–250 ммоль/сутки;

3) взрослые старше 90 лет – 98–111 ммоль/л.

У здоровых людей, несмотря на избыточное или недостаточное поступление хлористого натрия (поваренной соли), в крови сохраняется нормальная концентрация ионов хлора благодаря регулированию их выведения с мочой.

Клиническое значение определения хлоридов такое же, как и натрия.

Увеличение концентрации хлоридов в крови – признак обезвоживания – может возникать при недостаточном поступлении жидкости, нарушении мочеотделения при заболеваниях почек или закупорке мочеточников, при несахарном диабете, респираторном алкалозе, повышенной функции коры надпочечников, травмах головы, сопровождающихся повреждением гипоталамуса.

Снижение концентрации хлоридов в крови возникает при избыточном потоотделении, рвоте, респираторном и метаболическом ацидозе, применении диуретиков, появлении отеков, истощении запасов натрия при потерях солей из ткани мозга после травмы головы, острой порфирии, синдроме неадекватной секреции антидиуретического гормона.

Повышенное выведение с мочой отмечается при недостаточности коры надпочечников, истощении запасов натрия, хроническом нефрите; уменьшенное выведение – при развитии отеков, голодании, рвоте, усиленном потоотделении.

Концентрация хлоридов резко возрастает в поте и слюне при муковисцидозе.

Хлор, как и натрий, – внеклеточный элемент, поэтому их определение имеет аналогичное клиническое значение с той разницей, что физиологические механизмы поддерживают концентрацию натрия в значительно более узких пределах. Происходит это потому, что натрий – основной катион внеклеточных жидкостей, на его долю приходится 92–93% всех положительных зарядов, в то время как главных анионов три: хлор, бикарбонат и органические кислоты, причем на долю хлора приходится лишь 2/3 их общего количества. Хотя сумма анионов так же постоянна, как и сумма катионов, но колебания хлора относительно больше, чем натрия, так как уравновешиваются изменениями других анионов.

Определение натрия в биологических жидкостях на пламенном фотометре просто и надежно; для хлора аналогичного метода нет, поэтому натрий определяют в биохимических лабораториях значительно чаще, чем хлор. Однако в некоторых случаях, если речь идет об анализе отдельных проб в небольших лабораториях, особенно при исследовании мочи, определение хлора предпочтительнее, так как не требует почти никакого оборудования. Одновременное определение и хлора, и натрия вместе с другими неорганическими ионами плазмы иногда используют для того, чтобы вычислить содержание органических кислот, которое соответствует разности между суммами неорганических катионов и анионов.

Хлор чаще всего определяют титрованием, так как, подобно другим галогенам, Сl^– образует плохо растворимые соли с ионами серебра и ртути. Основная методическая проблема – как установить конец титрования, т. е. появление избытка серебра или ртути. Для этого используются электрохимические методы или обратное титрование, когда ионы хлора осаждаются ионами серебра, а их избыток затем оттитровывается роданид-ионами, используя в качестве индикатора конца титрования соли железа. Однако практичнее всего прямой метод, при котором к исследуемому раствору добавляются соли ртути, а в осадок выпадает нерастворимая каломель. Эти методы возможны благодаря эффективным индикаторам на ртуть – органическим веществам, ртутные соли которых окрашены. Когда весь хлор удален из раствора, новые порции титранта окрашивают его. На этом основан унифицированный метод, в котором в качестве индикатора на ртуть используется дифенилкарбазон.

Самые распространенные методы определения хлора – аппаратурные, в которых используется кулонометрическое титрование. Оно заключается в том, что измеряется количество электричества, необходимое для того, чтобы удалить весь хлор из раствора. Анализ сводится к тому, что небольшое количество исследуемой жидкости (порядка 0,01–0,02 мл) – плазмы, сыворотки, мочи или пота – разводится буферным раствором, содержащим соли азотной кислоты. В раствор погружены 3 электрода: рабочий, индикаторный и индифферентный. К рабочему (серебряному) электроду прилагается положительный электрический потенциал, в результате чего через раствор течет ток, количество которого измеряется специальной электронной схемой – кулонометром. Атомы серебра на рабочем электроде превращаются в ионы Ag⁺, которые сразу же реагируют с ионами Сl^–, в результате чего выпадает нерастворимое хлорное серебро. Когда весь хлор удален из раствора, концентрация в нем резко возрастает; это улавливается индикаторным электродом, сигнал с которого останавливает титрование. Содержание хлора в пробе вычисляется по формуле Фарадея, которая связывает количества электрического тока и выделившегося серебра, потребовавшегося, чтобы связать весь хлор.